Práctica: Tinción de Wright.

Fecha: 12/11/2014

Información sobre la práctica:

El colorante que vamos a utilizar es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno ( del 50 al 75% ) y azur B ( del 10 al 25% ) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Este método de tinción se diferencia del anterior en que en su composicíón contiene metanol, por lo que no hace falta fijar la muestra antes de la coloración.

La tinción de Wright es otro método de tinción similar al de Giemsa, ambos sirven para observar las distintas estructuras celulares.

Material que vamos a utilizar:

-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata.
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Tubos de ensayo.
-Pipeta Pasteur de vidrio( no usar capilar porque lleva heparina, un anticoagulante )
-Microscopio óptico.

Reactivos:

-Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
-Solución tampón pH 7,2.
-Aceite de inmersión para el objetivo de 100 x.

Muestras:

Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Objetivos de la tinción de Wright:

-Observar las distintas estructuras celulares con otro método distinto al de Giemsa.

-Decir el tipo de colorante utilizado en esta tinción y qué sustancia empleamos como fijador.

-Decir el tiempo que debe estar el contacto la extensión sanguínea con el colorante diluido.

Desarrollo de la práctica:

1.Lo primero que hay que hacer es realizar una extensión sanguínea.

2.Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador y sobre el puente de tinción ponemos el frotis.

3.Con una pipeta Pasteur vertemos en la extensión 1 ml de eosina-azul de metileno.

4.Dejamos actuar a la eosina-azul de metileno durante 1 minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2.

5.En un tubo de ensayo diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2.

6.Mezclamos suavemente y con ayuda de una pipeta Pasteur cubrimos la extensión con esa mezcla.

7.Dejamos que se tiña durante 3-5 minutos y lavamos con agua destilada del frasco lavador.

8.Se vuelve a lavar con solución tampón pH 7,2 y dejamos escurrir en posición vertical.

9.Cuando la extensión esté seca añadimos una gota de aceite de inmersión y observamos al microscopio con el objetivo de 100 x.

Interpretación de los resultados:

-El colorante que hemos utilizado en esta tinción es la eosina-azul de metileno.

-Hemos utilizado como fijador metanol ( no ha hecho falta añadirselo porque ya estaba diluido en la mezcla )

-La extensión debe estar en contacto con el colorante diluido aproximadamente 3-5 minutos.

Al observar al microscopio con ayuda del aceite de inmersión y el objetivo de 100 x , nos hemos dado cuenta de que al igual que sucedía en la tinción con Giemsa no se podían observar leucocitos.Solo hemos observado hematíes teñídos.

Propuestas de mejora:

Para las tinciones como la de Giemsa, Wright y  la del panóptico rápido (la veremos en la siguiente práctica) es mejor utilizar sangre capilar fresca, debido a que así hay probabilidad de encontrar leucocitos, ya que, con la sangre venosa anticoagulada que hay en el laboratorio no es posible por el tiempo que llevan las donaciones allí.

Bibliografia:

-www.parasitologia.blogspot.com