Práctica: Tinción supravital con azul de metileno.

Fecha: 6/11/2014

Introducción explicativa:

Para observar estructuras celulares al microscopio podemos utilizar dos formas diferentes de tinción: aquellas que se hacen con el tejido muerto y las que utilizan tejido o células vivas.

En cuanto a la tinción que utiliza tejido o células vivas podemos diferenciar las tinciones vitales, que consisten en introducir un colorante en la circulación de un organismo vivo y las tinciones supravitales, utilizan el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

Con ambas tinciones lo que se pretende es destacar los distintos elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior de ella.

Colorantes vitales más utilizados:

-Rojo neutro: tiñe esencialmente los gránulos citoplasmáticos.

Colorante rojo neutro

-Verde jano: tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares.

Colorante verde Jano

-Azul de metileno: tiñe núcleos y algunas estructuras celulares.

Colorante azul de metileno

Material general necesario:

-Frasco lavador.
-Tubos de hemólisis.
-Portaobjetos y cubreobjetos.
-Pipetas Pasteur.
-Parafilm.
-Microscopio óptico.
-Gradilla.

Material específico para realizar el colorante:

-Embudo de filtración o de llenado
-Vidrio de reloj
-Vasos de precipitado
-Varilla agitadora de vidrio
-Matraz aforado de 100 ml
-Frasco lavador con agua destilada.
-Cucharilla metálica

Reactivos utilizados para preparar el colorante:

-Azul de metileno : 0,5 g.          
-Oxalato potásico: 1,6 g.
-Agua destilada: 100 ml.

Muestra de nuestra práctica:

Nosotros utilizamos sangre venosa anticoagulada, pero también se puede utilizar sangre capilar fresca.

Objetivos de la realización de esta práctica:

-Estudiar las diferencias existentes  entre una tinción vital y una  tinción supravital.

-Aprender cuales son los colorantes vitales más utilizados.

-Decir los tipos de estructuras que tiñe especificamente el verde Jano.

-Mencionar las ventajas e inconvenientes  de una tinción supravital.

Procedimiento de la práctica:

Lo primero es preparar el colorante con los reactivos mencionados anteriormente y con la ayuda de los materiales también mencionados.

Para realizar el colorante hay que coger con una cucharilla 0,5 g de azul de metileno y depositarlos en un vidrio de reloj previamente tarado, después hay que hacer lo mismo con el oxalato potásico, pero esta vez son 1,6 g.

A continuación se depositan las dos sustancias en un vaso de precipitado con un poco de agua destilada del frasco lavador y se remueve con la varilla agitadora.

Cuando hemos disuelto las dos sustancias con el agua , con la ayuda de un embudo y de una varilla agitadora (para evitar salpicaduras) trasladamos la disolución a un matraz aforado de 100 ml y con el frasco lavador añadimos agua destilada hasta un poco antes de la línea de aforo, finalmente se termina de enrasar con la pipeta Pasteur, se tapa el matraz aforado con Parafilm y se remueve suavemente.


Una vez hecho el colorante , cogemos una  gota de sangre ya se capilar fresca o venosa anticoagulada (La nuestra era sangre venosa anticoagulada) con la pipeta Pasteur y la depositamos en el tubo de hemólisis, hacemos lo mismo con una gota del colorante que hemos realizado anteriormente.

Las gotas de ambas sustancias ( sangre y colorante ) deben ir en la misma proporción, es decir, si añadimos una gota de sangre hay que añadir una gota de colorante y si añadimos dos gotas de sangre hay que añadir dos gotas de colorante.

Removemos la sangre con el colorante en el tubo de hemólisis y lo tapamos con Parafilm dejando reposar durante 10 minutos.

Finalmente con una pipeta Pasteur aspiramos una gota del tubo de hemólisis, la depositamos en un portaobjetos y le ponemos un cubreobjetos para observar la muestra al microscopio con el objetivo de 40x.

Observaciones a destacar

El colorante utilizado ha sido el azul de metileno debido a que tiñe los núcleos celulares porque es de carácter básico.

Podíamos haber utilizado también otros colorantes siempre que fueran de carácter básico para que se pudiesen teñir los núcleos.

Resultados obtenidos ,interpretación y conclusión:

Al observar al microscopio vemos los núcleos celulares  teñidos de un color entre azul y violeta como pudimos observar en la práctica de la preparación de sangre en fresco cuando comparamos una muestra sin teñir con una muestra teñida.

En este caso volvemos a hacer esa misma comparación para darnos cuenta de que con la tinción se observan detalles que en la muestra sin teñir no se pueden observar, por ejemplo: los leucocitos.

    

Muestra de sangre teñida.

Muestra de sangre sin teñir.

Finalmente, vamos a dar respuesta a algunas preguntas que hemos formulado en el apartado de objetivos , de manera que será como una especie de resumen global de las partes más importantes de esta práctica.

Al principio de nuestra práctica hacíamos referencia a las tinciones vitales y supravitales. La diferencia entre ellas era que las vitales, consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo y las supravitales , emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.
Los colorantes vitales más empleados en las tinciones son el rojo neutro,el verde Jano y el azul de metileno.
El verde Jano es un colorante que tiñe específicamente mitocondrias.

 Micrografía electrónica de una mitocondria teñida de verde Jano .

La ventaja de la tinción supravital es que emplea el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo y la desventaja es que no puedes introducir el colorante en la circulación de un organismo vivo como sucede en la tinción vital.


Bibliografía:

-www.scielo.cl

-www.inakiresa.wordpress.com

-www.wesapiens.org

-www.medic.ula.ve