Práctica: Fórmula Leucocitaria.

Fecha: 1/12/2014.

Información sobre la práctica:

La fórmula leucocitaria o también llamada recuento diferencial leucocitario (RDL) consiste en la determinación del porcentaje de cada uno de los distintos tipos de leucocitos con respecto al total de ellos.

Materiales utilizados:

-Papel de filtro.
-Portas.
-Lanceta.
-Gasas.
-Gradilla.
-Capilar heparinizado.
-Microscopio óptico.
-Papel y lápiz o registrador automático de células.

El registrador automático de células es un aparato con unas teclas.Cada tecla representa un tipo de leucocito y cada vez que observas uno de cada tipo presionas un botón distinto.Cuando el número de anotaciones llega a 100, suena una alarma.

Reactivos:

-Aceite de inmersión.
-Alcohol para desinfectar la zona de donde vamos a sacar sangre.
-Cubetas de Wertheim o similares.  


Muestra:

En esta práctica decidimos utilizar sangre capilar fresca, para ello tuvimos que desinfectar la zona con alcohol y con la lanceta pinchar el tercer o cuarto dedo de una mano.Después tuvimos que desechar la primera gota de sangre y el resto la recogimos con el capilar heparinizado.

Objetivos:

-Decir con qué objetivo del microscopio se observan los leucocitos cuando se determina una fórmula leucocitaria.


-Explicar cómo es el recorrido que se describe en la observación leucocitaria.


-Decir cuándo se han de observar al menos 200 leucocitos.


-Si de 100 leucocitos observados, 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7.000 leucocitos/ mm cúbico de sangre, ¿cuál es el número de linfocitos que hay en 1 mm cúbico de sangre?


-Decir cómo se llama el aumento de los monocitos.


Procedimiento:

1.Primero hay que realizar una extensión sanguínea con la sangre fresca.


2.Dejamos la extensión secar y procedemos a utilizar una tinción para poder observar mejor los leucocitos. Se puede realizar : Giemsa, Wright o Panóptico rápido, escogimos la última porque es la más rápida de realizar, apenas 15 segundos.


3.La tinción del Panóptico rápido se realizó en una práctica anterior por lo que el procedimiento no lo explicaremos en esta práctica.


4.Para observar la muestra al microscopio óptico tenemos que poner el condensador alto y el diafragma abierto.


5.Enfocar con el objetivo de 10 x.


6.Después añadimos aceite de inmersión para observar con el objetivo de 100 x.


7.Finalmente hay que ir contando la cantidad de leucocitos de cada tipo e id anotando.

El contaje se puede realizar con lápiz y papel  dibujando unas columnas que representen cada una un tipo de leucocito, y se traza una raya en la columna correspondiente cada vez que se ve un leucocito.La otra forma es con el registrador automático de células.

Lectura de resultados:

Cuanto mayor es el número de leucocitos contados  más exacta es la determinación.En práctica se cuentan 100 leucocitos o, como máximo 200.

Si se encuentra un mayor número de linfocitos que de  neutrófilos ( en el adulto) o más de un 10% de eosinófilos o más de un 12% de monocitos, la fórmula leucocitaria se hace contando 200 leucocitos y dividiendo posteriormente el resultado que hemos obtenido entre 2.

Cálculos:

Conociendo el recuento de leucocitos (número de leucocitos por mm cúbico de sangre ) , se puede calcular el número de cada uno de los tipos de leucocitos que está presente en 1mm cúbico de sangre.Se realiza a partir de la siguiente fórmula:

nº TL =  (WBC x % TL) / 100 

nº TL = número de un tipo de leucocito por mm cúbico de sangre.

WBC = recuento de leucocitos (número de leucocitos por mm cúbico de sangre).

%TL = porcentaje que representa ese tipo de leucocito con respecto al resto.


Interpretación clínica de los resultados obtenidos:

Fotografía: Libro de Hematología.

Resolución de los objetivos propuestos:

-Se observan los leucocitos para determinar una fórmula leucocitaria con el objetivo de 10 x.

-Para el contaje de cada tipo de leucocitos de forma manual se deben hacer reparticiones o zonas tomando por cada zona un tipo de leucocito de referencia, aunque también se puede hacer el contaje siguiendo el método del zig-zag.

-Se han de observar al menos 200 leucocitos cuando se encuentre un mayor número de linfocitos que de neutrófilos ( en el adulto ) o más de un 10% de eosinófilos o más de un 12% de monocitos.

-Si de  100 leucocitos que hemos observado , 20 son linfocitos y el WBC es igual a 7.000 leucocitos/ mm cúbico de sangre, ¿cuál es el número de linfocitos que hay en 1 mm cúbico de sangre?

nº TL = (WBC x % TL) / 100 =  ( 7.000 x 20 ) / 100 = 1.400 linfocitos / mm cúbico de sangre.

-El aumento de los mocitos se llama Monocitosis.

Valoración de los resultados:

En la sangre estudiada:

La proporción de leucocitos es normal, porque el número de cada tipo de leucocito se encontraba entre los valores normales.

Práctica: Detección de cuerpos de Heinz.

Fecha: 27/11/2014

Información sobre la práctica:

Los cuerpos de Heinz son precipitados de hemoglobina (Hb) que consisten en una serie de pequeñas granulaciones que se sitúan en la periferia de los eritrocitos y que se tiñen con solución de cristal violeta. 

Cuerpos de Heinz (hematologiaenaccion.blogspot.com)

Materiales utilizados:

-Frasco lavador. -Embudo de filtración.
-Tubo de ensayo.
-Filtro de papel de filtro.
-2 pipetas graduadas.
-Pipeta Pasteur.
-Baño de agua.
-2 portas.
-Microscopio óptico.
-Vaso de precipitado.

Reactivos:

-Alcohol o  lejía para limpiar los portas.
-Colorante: cristal violeta (tenemos que prepararlo).
-Líquido de inmersión para observar al microscopio óptico con el objetivo de 100 x.
-Agua destilada.

Muestra:

Nosotros vimos más conveniente realizar la práctica con sangre fresca.

Objetivos de la práctica:

-Decir cuál es el colorante usado para teñir los cuerpos de Heinz.

-Decir también el color de los cuerpos de Heinz cuando se tiñen.

-Saber dónde se localizan los cuerpos de Heinz.

Procedimiento:

1.Tenemos que realizar el colorante. Se hace de la siguiente forma:
-Primero hay que mezclar 20 g de cristal violeta con 80 cc(80 cm cúbicos = 80 ml) de suero fisiológico y 20 cc de agua destilada.
(A nosotros el colorante ya nos venía preparado, pero estaba al 2% y tuvimos que diluirlo al 10%).

-A continuación hay que agitar la mezcla durante 5 minutos.

-Filtrar la disolución con el embudo y el filtro.

-Añadir al líquido filtrado 82 cc de suero fisiológico y 18 cc de agua destilada.

-Al líquido filtrado hay que añadirle la sangre.

-Por último conservar la solución colorante a temperatura ambiente durante un tiempo indefinido.

2.Mezclar en un tubo de ensayo volúmenes iguales de la solución de cristal violeta y de la sangre que vayamos a utilizar. Nosotros lo hicimos con 1 ml de colorante y 1 ml de sangre.

3.Hay que incubar la mezcla a 37 ºC durante 5 minutos en un baño de agua.

4.A continuación hay que realizar una extensión de la mezcla.

Dimos por válida la tercera extensión y la dejamos secar.

5.Observar al microscopio óptico con ayuda del aceite de inmersión con el objetivo de 100 x.



Resolución de los objetivos propuestos:

-El colorante utilizado para teñir los cuerpos de Heinz es el cristal violeta.

-Los cuerpos de Heinz teñidos se observan de un color púrpura intenso.

-Los cuerpos de Heinz los encontramos en la periferia de los eritrocitos.

Resultados obtenidos:

En la sangre ensayada:

-No se han encontrado cuerpos de Heinz.

Valoración de los resultados:

El sujeto estudiado:

-No tiene una Hb inestable.

Interpretación clínica de los resultados obtenidos:

La presencia de cuerpos de Heinz, significa la presencia de precipitados de Hb.Se produce en una serie de defectos congénitos de la Hb , conllevan una alteración en el enlace hemo-globina.


Esta alteración en el enlace da inestabilidad a la hemoglobina, hace que ésta se desnaturalice en presencia de determinados medicamentos (ej: sulfamidas) y que precipite intracelularmente el tetrámero ( 4 cadenas polipeptídicas ) de globina.


También pueden aparecer cuerpos de Heinz en el déficit congénito de glucosa-6-fosfato deshidrogenasa, por precipitación de la Hb oxidada.La oxidación de la Hb puede producirse a causa de diversos productos ( ej: antipalúdicos, analgésicos, habas, etc).

Práctica: Contaje de reticulocitos.

Fecha: 27/11/2014.

Introducción:

Los reticulocitos son eritrocitos inmaduros, es la fase anterior a ser un eritrocito. El reticulocito contiene en su interior restos de ARN (ribosomas), mitocondrias y otros órganos celulares.

Tienen un tamaño de 8-9 micrómetros de diámetro.Permanecen en la médula ósea (MO) unos 2 o 4 días y después salen a la sangre periférica, donde maduran un día.

La tinción de los reticulocitos es una tinción supravital porque se hace mientras las células están aún vivas.

Reticulocitos ( Imagen de Hematología artículos)

Materiales utilizados:

-Gradilla.
-Lanceta.
-Gasas.
-Matraz aforado de 100 ml. -Probeta.
-Tubos de hemólisis.
-Pipetas Pasteur.
-Baño de agua.
-Vidrio de reloj.
-Portas.
-Filtro hecho con papel de filtro.
-Microscopio óptico.
-Frasco lavador.
-Capilar con EDTA.
-Balanza.
-Embudo.
-Parafilm.

Reactivos empleados:

-Alcohol o lejía para limpiar los portas.
-Azul de cresil brillante en polvo.
-Solución salina al 0,9%.
-Citrato sódico al 3%.
-Agua destilada.
-Aceite de inmersión.

Muestra:

Para esta práctica lo más aconsejable es utilizar sangre fresca anticoagulada con EDTA , para ello pinchamos con una lanceta la cara lateral del tercer o cuarto dedo de una mano (previamente desinfectado con alcohol y dejado secar para que se evapore), desechamos la primera gota de sangre y recogemos con el capilar con EDTA la sangre de la zona.

Objetivos:

-Conocer qué son los reticulocitos.


-Saber el tipo de tinción que estamos utilizando en la práctica.


-Saber por qué se realiza la corrección del porcentaje de reticulocitos.


-Conocer lo que expresa el IPR.


Desarrollo de la práctica:


1.Primero se debe preparar el colorante:


Mezclamos 80 ml de solución salina y 20 ml de citrato sódico al 3% ( lo hemos hecho al 3%: en un matraz aforado de 100 ml hemos puesto 3g de citrato sódico que se presenta en polvo y hemos enrasado con agua destilada proveniente del frasco lavador hasta la línea de enrase ).


Después pesamos 1g de azul de cresil brillante y lo disolvemos en la mezcla anterior.


Luego, filtramos con un embudo y un filtro.


2.A continuación en un tubo de hemólisis echamos 3 gotas de la solución colorante y otras 3 gotas de sangre total previamente homogeneizada.Mezclamos suavemente y tapamos con parafilm.

3.Lo  introducimos en el baño de agua a 37 ºC durante 5 minutos.

4.Después se vuelve a homogeneizar y se realiza una extensión con la disolución.


Las extensiones salieron muy cortas y no se extendían bien por el porta, por lo que decidimos disolver un poco más la solución 
colorante.


Tras realizar varias extensiones, la que dimos por válida para observar al microscopio fue la número 3 porque en la número 1 la gota fue muy gruesa y la número 2 se nos quedó muy corta.


5.Observar al microscopio con el objetivo de 100 x con ayuda del aceite de inmersión.

Reticulocitos al microcopio óptico (labmedvet.blogspot.com).

Cálculo del porcentaje de reticulocitos:

Al observar al microscopio se deben contar 2.000 hematíes en total, para calcular el porcentaje de reticulocitos tenemos que emplear la siguiente fórmula:

% reticulocitos = ( Nº de reticulocitos contados / Nº de hematíes contados ) x 100

Para descartar errores se deben realizar dos extensiones y hacer el recuento a ambas, por lo que la diferencia entre ellas tiene que ser igual o menor a 5 reticulocitos.

% reticulocitos = ( 16 / 2.000 ) x 100 = 0,8 % de reticulocitos.

Interpretación clínica de los resultados obtenidos:

En adultos y niños los valores normales están entre 0,5 y 1,5% , nosotros hemos obtenido 0,8%, por lo que se encuentra entre los valores normales de reticulocitos.

La cantidad de reticulocitos expresada en tanto por ciento es un valor relativo que se refiere a una cifra normal de eritrocitos (en nuestro caso 2.000 ).Por ello, cuando existe una anemia con disminución en al cantidad de eritrocitos se compensa con un aumento de reticulocitos y debemos corregir su valor en tanto por ciento para poder considerarlo real.

La corrección se hace en base al hematocrito (HTO) del paciente, se calcula con la siguiente fórmula:

% de reticulocitos corregido = % reticulocitos x ( HTO del paciente / HTO normal )

Si la anemia es muy intensa, aparece en sangre periférica un número mayor de reticulocitos del que correspondería por regeneración eritoblástica. Esto se debe a que el estímulo eritropoyético que compensa va acompañado de un periodo de maduración intramedular más corto y una etapa de maduración en sangre periférica más larga.

Esto se conoce como "desviación reticulocitaria".Se debe hacer una segunda corrección del % de reticulocitos en función de los días que tarda en madurar el reticulocito en sangre periférica, y a esto se le llama índice de producción reticulocitaria (IPR).

Se utiliza la siguiente fórmula:

IRP = % reticulocitos corregido / días de maduración en sangre periférica

Esta tabla muestra los días que tarda en madurar el reticulocito:

(Libro de Hematología)

Un IPR mayor de 3 nos indica un aumento de al actividad eritropoyética medular, mientras que un IPR menor de 2 indica una escasa actividad eritropoyética.

Resolución de los objetivos propuestos:


-Los reticulocitos son la fase anterior al eritrocito.Se origina por maduración del eritroblasto ortocromático.


Los reticulocitos no presentan núcleo, son algo mayores que los eritrocitos (8-9 micras )., su citoplasma todavía posee alguna cantidad de ARN y conserva cierta tonalidad azulada.Contiene algo de sustancia ribosómica y reticular que es visible mediante la tinción vital de azul cresil brillante.


Permanecen de 2 a 4 días en la médula ósea y 1 día en la sangre periférica hasta terminar de madurar y transformarse en eritrocito.


En condiciones normales, los eritrocitos constituyen del 0,5 al 1,5% del total de los eritrocitos circulantes.


-Estamos utilizando una tinción supravital de azul de cresil brillante.


-Hacemos la corrección del porcentaje de reticulocitos porque existe una anemia con disminución en la cantidad de eritrocitos que se compensa con un aumento en el número de reticulocitos y debemos corregir su valor en tanto por ciento para poder considerarlo real.


-El índice de producción reticulocitario (IPR) nos proporciona un valor numérico de la estimulación hematopoyética por encima de la actividad de la línea base normal.


Errores cometidos:


El error más significativo fue al realizar la solución colorante, debido a que, al no estar bien disuelto el frotis ,no se podía realizar correctamente la extensión.


Otro posible error pudo ser al contar el número de reticulocitos .Nosotros fuimos contando los reticulocitos de la muestra en forma de zig-zag y separando la muestra en secciones con reticulocitos guía, pero no es un contaje 100% fiable.


Propuestas de mejora:

Para el contaje de reticulocitos hubiese sido más preciso utilizar un autoanalizador.

Ejercicios de autoevaluación:

Fecha: 21/11/2014

1. En una cámara de recuento, ¿cuánto están sobreelevadas las dos bandas laterales con respecto a la central donde está grabado el retículo?

a) 0,1 mm
b) 0,1 micrómetros
c) 0,01 mm
d) 1 mm

2. ¿Cómo debe ser el líquido de dilución utilizado para el recuento de hematíes?

a) Hipertónico
b) Isotónico
c) Hipotónico
d) Atónico

3. En algunos recuentos electrónicos, a la menor dilución de la  muestra de sangre se le añaden varias gotas de un reactivo que puede contener cianuro y un detergente no iónico. Este reactivo debe actuar durante unos minutos y produce:

a) Una lisis de los hematíes
b) Una transformación de la hemoglobina en cianmetahemoglobina
c) Las dos respuestas anteriores son correctas
d) Ninguna de las respuestas anteriores es correcta

4. ¿En qué componente  de un  contador electrónico se cuentan, realmente, las células sanguíneas?

a) Dispositivo de medida
b) Transductor
c) Discriminador
d) Lector

5. ¿Cuál  no es un método electrónico de recuento celular?

a) Método de la impedancia
b) Método de la reflexión de la luz ultravioleta
c) Método de campo oscuro
d) Método  de la difracción del rayo láser

6. ¿Qué enzima se cuantifica, en algunos autoanalizadores hematológicos, para clasificar a los leucocitos?

a) LDH
b) Transaminasas
c) Amilasa
d) Peroxidasa

7. Cuando una cámara de recuento, tipo Neubauer mejorada, está montada, ¿qué volumen de sangre diluida hay a nivel de 5 cuadrados medianos contenidos en el cuadrado central del retículo?

a) 0,2 mm cúbicos
b) 0,04 mm cúbicos
c) 0,004 mm cúbicos
d) 0,02 mm cúbicos

Práctica: Tinción panóptico rápido.

Fecha: 13/11/2014

Introducción:

Este método de tinción se diferencia de los métodos clásicos ( Giemsa y Wright ) en que en estos dos métodos había que extender el colorante sobre la extensión, al contrario que pasa con el panóptico rápido, que es un método de inmersión, es decir, sumergimos la extensión en la solución colorante durante un determinado tiempo.

De este método también destaca su rapidez de ejecución, aproximadamente 15 segundos.

Materiales empleados:

-Papel de filtro.
-Frasco lavador.
-2 portas para realizar la extensión sanguínea.
-Guantes desechables y bata.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Alcohol , lanceta y gasas ( si vamos a utilizar sangre capilar fresca ).
-Cubetas de Wertheim o similares.
-Microscopio óptico.

Reactivos utilizados para esta práctica:

-Agua destilada del frasco lavador.
-Aceite de inmersión.
-Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
-Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
-Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.

Solución 1

Solución 2

Solución 3

Muestra específica:

Sangre capilar fresca o sangre venosa anticoagulada. Hay que realizar un frotis con un tipo de sangre y dejar secar.

Objetivos de la tinción panóptico rápido:

-Utilizar un método distinto a los clásicos ( Giemsa y Wright ) que es de inmersión y mucho más rápido (aproximadamente 15 segundos ).

-Conocer las diferencias entre el método de tinción panóptico rápido y las otras tinciones clásicas.

-Decir el tiempo que debe sumergirse la extensión en cada una de las tres soluciones.

-Decir cuál es la solución fijadora.

Procedimiento:

1. En las tres cubetas de Wertheim vertimos las tres soluciones ( una en cada cubeta ).

2. Sumergimos el porta en el que tenemos la extensión en la solución nº 1 durante 1 segundo.Repetimos la inmersión cuatro veces ( en total 5 segundos ) y dejamos escurrir.

3. A continuación sumergimos otras cinco veces, cada una de un segundo de duración, en la cubeta con la soluciónº 2 y dejamos escurrir otra vez.

4. Luego, sumergimos otras cinco veces de un segundo cada una en la cubeta con la solución nº 3.

5. Por último, lavamos con agua destilada la extensión y dejamos secar.

6. Solo queda observar al microscopio con el objetivo de 100 x con ayuda del aceite de inmersión.

Interpretación de los resultados:

-Las diferencias entre este método y las tinciones de Giemsa y Wright son:

* Es un método mucho más rápido, se tardan aproximadamente 15 segundos.

* Es un método de inmersión, la extensión se sumerge en las distintas soluciones, al contrario que las otras tinciones, que hay que extender el colorante sobre la extensión.

-En la primera solución debe sumergirse la extensión 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).

 En la segunda solución debe sumergirse otros 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).

En la tercera solución hay que hacer lo mismo que en las anteriores, sumergir 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ). En total el proceso dura 15 segundos.

-La solución fijadora es la nº 1 porque contiene alcohol.

Al observar al microscopio esto es lo que hemos visto :

Con este último método hemos conseguido  observar los leucocitos.

Práctica: Tinción de Wright.

Fecha: 12/11/2014

Información sobre la práctica:

El colorante que vamos a utilizar es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno ( del 50 al 75% ) y azur B ( del 10 al 25% ) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Este método de tinción se diferencia del anterior en que en su composicíón contiene metanol, por lo que no hace falta fijar la muestra antes de la coloración.

La tinción de Wright es otro método de tinción similar al de Giemsa, ambos sirven para observar las distintas estructuras celulares.

Material que vamos a utilizar:

-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata.
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Tubos de ensayo.
-Pipeta Pasteur de vidrio( no usar capilar porque lleva heparina, un anticoagulante )
-Microscopio óptico.

Reactivos:

-Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
-Solución tampón pH 7,2.
-Aceite de inmersión para el objetivo de 100 x.

Muestras:

Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Objetivos de la tinción de Wright:

-Observar las distintas estructuras celulares con otro método distinto al de Giemsa.

-Decir el tipo de colorante utilizado en esta tinción y qué sustancia empleamos como fijador.

-Decir el tiempo que debe estar el contacto la extensión sanguínea con el colorante diluido.

Desarrollo de la práctica:

1.Lo primero que hay que hacer es realizar una extensión sanguínea.

2.Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador y sobre el puente de tinción ponemos el frotis.

3.Con una pipeta Pasteur vertemos en la extensión 1 ml de eosina-azul de metileno.

4.Dejamos actuar a la eosina-azul de metileno durante 1 minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2.

5.En un tubo de ensayo diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2.

6.Mezclamos suavemente y con ayuda de una pipeta Pasteur cubrimos la extensión con esa mezcla.

7.Dejamos que se tiña durante 3-5 minutos y lavamos con agua destilada del frasco lavador.

8.Se vuelve a lavar con solución tampón pH 7,2 y dejamos escurrir en posición vertical.

9.Cuando la extensión esté seca añadimos una gota de aceite de inmersión y observamos al microscopio con el objetivo de 100 x.

Interpretación de los resultados:

-El colorante que hemos utilizado en esta tinción es la eosina-azul de metileno.

-Hemos utilizado como fijador metanol ( no ha hecho falta añadirselo porque ya estaba diluido en la mezcla )

-La extensión debe estar en contacto con el colorante diluido aproximadamente 3-5 minutos.

Al observar al microscopio con ayuda del aceite de inmersión y el objetivo de 100 x , nos hemos dado cuenta de que al igual que sucedía en la tinción con Giemsa no se podían observar leucocitos.Solo hemos observado hematíes teñídos.

Propuestas de mejora:

Para las tinciones como la de Giemsa, Wright y  la del panóptico rápido (la veremos en la siguiente práctica) es mejor utilizar sangre capilar fresca, debido a que así hay probabilidad de encontrar leucocitos, ya que, con la sangre venosa anticoagulada que hay en el laboratorio no es posible por el tiempo que llevan las donaciones allí.

Bibliografia:

-www.parasitologia.blogspot.com

Práctica: Tinción de Giemsa.

Fecha: 11/11/2014

Información sobre la práctica:

La tinción de Giemsa es un método diferencial, quiere decir que es una tinción gracias a la cual podemos distinguir las distintas estructuras celulares, dependiendo de si éstas se tiñen con colorante ácido, con colorante básico o con la mezcla de los dos colorantes.

Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y productos de oxidación ( azur A, azur B y azur C ) como colorantes básicos, como colorante ácido utiliza la eosina.

Dependiendo de la proporción de azul de metileno y de eosina que contenga el colorante ,existen distintos métodos de tinción, por ejemplo:

-Giemsa ( el que vamos a realizar en esta práctica ).
-Leishman.

-Wright ( Lo veremos en la práctica siguiente ).

-Panóptico de Pappenheim ( Lo veremos más adelante ).

Materiales necesarios:

-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata ( En las prácticas de tinciones y de sangre son muy importantes ).
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Portas.
-Tubos de ensayo.
-Microscopio óptico.
-Cubres.
-Gradilla.

Reactivos usados para esta práctica:

-Colorante Giemsa.
-Solución tampón pH 7,2.
-Metanol.
-Aceite de inmersión ( para observar al microscopio con el objetivo de 100 x ).

Muestra específica:

Sangre capilar os sangre venosa anticoagulada. ( El anticoagulante  debe ser o heparina o EDTA ).

Objetivos:

-Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno ( colorante básico ) y de eosina ( colorante ácido ).

-Decir los anticoagulantes más adecuados para esta técnica y con qué reactivo fijamos la extensión sanguínea.

-Mencionar el tiempo que debe actuar el colorante en la extensión.

Procedimiento:

1.Realizamos una extensión sanguínea como lo hemos hecho en prácticas anteriores y la colocamos sobre el puente de tinción, que está encima del cristalizador.

2.Cubrimos la extensión con metanol con la ayuda de una pipeta Pasteur y  dejamos que haga efecto durante 3 minutos, a continuación lo escurrimos y lo dejamos secar.
 ( El objetivo es  que la extensión se fije ).

3.Ahora tenemos que hacer una una disolución que consiste en 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno según Giemsa y 2ml de solución tampón pH 7,2 ( La disolución se debe realizar en un tubo de ensayo ).

4.Mezclamos las dos sustancias en el tubo de ensayo con ayuda de una pipeta Pasteur y cubrimos la extensión con la dilución de colorante, dejándolo reposar durante aproximadamente 25 minutos.

En la foto no se observa bien, pero la dilución entre el azur-eosina-azul de metileno y la solución tampón pH 7,2 es de un color azul más claro que cuando en la práctica anterior hemos utilizado Giemsa al 3% en agua destilada.

5.Escurrimos el exceso y lavamos con agua destilada. Después ,lavamos con solución tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos de colorante.

6.Dejamos secar en posición vertical.

7.Por último observamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x utilizando el aceite de inmersión.

Interpretación de los resultados:

-En esta técnica los anticoagulantes más adecuados son la heparina o el EDTA.

-Para fijar la extensión sanguínea hemos utilizado metanol.

-El colorante en el frotis debe actuar durante 25 minutos aproximadamente.

Al observar al microscopio vimos que los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas se ven muy pequeñas y de color violeta.

En ocasiones también se pueden observar neutrófilos, eosinóflos, basófilos, monocitos y linfocitos. Pero solo pudimos observar los hematíes y las plaquetas.