Fecha: 21/11/2014
1. En una cámara de recuento, ¿cuánto están sobreelevadas las dos bandas laterales con respecto a la central donde está grabado el retículo?
a) 0,1 mm
b) 0,1 micrómetros
c) 0,01 mm
d) 1 mm
2. ¿Cómo debe ser el líquido de dilución utilizado para el recuento de hematíes?
a) Hipertónico
b) Isotónico
c) Hipotónico
d) Atónico
3. En algunos recuentos electrónicos, a la menor dilución de la muestra de sangre se le añaden varias gotas de un reactivo que puede contener cianuro y un detergente no iónico. Este reactivo debe actuar durante unos minutos y produce:
a) Una lisis de los hematíes
b) Una transformación de la hemoglobina en cianmetahemoglobina
c) Las dos respuestas anteriores son correctas
d) Ninguna de las respuestas anteriores es correcta
4. ¿En qué componente de un contador electrónico se cuentan, realmente, las células sanguíneas?
a) Dispositivo de medida
b) Transductor
c) Discriminador
d) Lector
5. ¿Cuál no es un método electrónico de recuento celular?
a) Método de la impedancia
b) Método de la reflexión de la luz ultravioleta
c) Método de campo oscuro
d) Método de la difracción del rayo láser
6. ¿Qué enzima se cuantifica, en algunos autoanalizadores hematológicos, para clasificar a los leucocitos?
a) LDH
b) Transaminasas
c) Amilasa
d) Peroxidasa
7. Cuando una cámara de recuento, tipo Neubauer mejorada, está montada, ¿qué volumen de sangre diluida hay a nivel de 5 cuadrados medianos contenidos en el cuadrado central del retículo?
a) 0,2 mm cúbicos
b) 0,04 mm cúbicos
c) 0,004 mm cúbicos
d) 0,02 mm cúbicos
jueves, 27 de noviembre de 2014
martes, 25 de noviembre de 2014
Práctica: Visualización de una cámara de recuento.
Fecha: 20/11/2014
Finalidad de la práctica:
Con esta práctica vamos a conocer la cámara de recuento de Neubauer mejorado y también cómo observarla al microscopio óptico.
Lo que destaca de esta cámara es que en su cuadrado grande central tiene 25 cuadrados medianos y cada cuadrado mediano contiene en su interior 16 cuadrados pequeños.
Lo que destaca de esta cámara es que en su cuadrado grande central tiene 25 cuadrados medianos y cada cuadrado mediano contiene en su interior 16 cuadrados pequeños.
Material necesario:
-Un microscopio óptico.
-Cámara de recuento con un retículo de Neubauer mejorado.
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| Superior (campo luminoso o campo claro) e inferior (campo oscuro) |
Información sobre la cámara de recuento de Neubauer:
Es un instrumento que se utiliza para el recuento de células en un medio líquido, por ejemplo: sangre.
Es un portaobjetos que tiene dos zonas un poco hundidas en cuyo fondo se marca una cuadrícula cuyas dimensiones se conocen.
Se cubre la cámara con un cubreobjetos que se adhiere especialmente cuando se haya añadido la muestra líquida.
Después, por capilaridad, se introduce el líquido con las células a contar entre la cámara y el cubre.
Por último se observa la retícula al microscopio con el aumento adecuado y se cuentan las células.
Por último se observa la retícula al microscopio con el aumento adecuado y se cuentan las células.
Procedimiento:
1. Se observa el retículo de la cámara de recuento de Neubauer con el microcopio óptico. Primero lo hacemos con el objetivo que tiene el aumento más pequeño (4 x), después, con el de aumento mediano(10 x) y por último, con el objetivo de gran aumento (40 x).
Este es el retículo completo:
Con el objetivo de 4 x se observa el retículo completo.
Con el objetivo de 10 x observamos: el cuadrado grande central que contiene 25 cuadrados medianos y también observamos los 16 cuadrados pequeños que contiene cada cuadrado mediano.
Por último, con el objetivo de 40 x : observamos un cuadrado mediano del cuadrado grande central que contiene 16 cuadrados pequeños.
2. A continuación, enfocar con el objetivo de 10 x uno de los cuadrados grandes que se encuentran en las cuatro esquinas del retículo y contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande periférico:
Pudimos observar 16 cuadrados medianos.
La longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, calcular:
-La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico:
Es de 1 mm, porque cada lado del retículo mide 3mm y hay 3 cuadrados grandes, por lo que para saber la longitud de los lados hay que dividir los 3mm de un lado del retículo entre los 3 cuadrados grandes.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado grande periférico:
La longitud es 0,25 mm, porque sabemos gracias al apartado anterior que cada lado de cada cuadrado grande mide 1mm y en cada cuadrados grande hay 4 cuadrados medianos por lado, por lo que dividimos un lado del cuadrado grande (1mm) entre los 4 cuadrados medianos que forman un lado del cuadrado grande.
Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubreobjetos es de 0,1mm, hay que calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento , a nivel de:
-El retículo entero:
V= l x l x h = 3mm x 3 mm x 0,1 mm = 0,9 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado grande periférico:
V= l x l x h = 1mm x 1mm x 0,1 mm = 0,1 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico:
V= l x l x h = 0,25 mm x 0,25 mm x 0,1 mm = 0,00625 mm cúbicos de sangre diluida.
3. Enfocar, con el objetivo de 10 x , el cuadrado grande central :
-Contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande central:
Tiene 25 cuadrados medianos contenidos en el cuadrado grande central.
-Contar el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos:
Contiene cada uno de esos cuadrados medianos 16 cuadrados pequeños.
Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, hay que calcular:
-La longitud de los lados del cuadrado grande central:
Es de 1mm, porque dividimos los 3mm que es lo que mide cada lado del retículo entre los 3 cuadrados grandes que forman un lado de ese retículo.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central:
Es de 0,2 mm, porque dividimos lo que mide un lado del cuadrado grande (1mm) entre los 5 cuadrados medianos que forman cada lado de ese cuadrado grande central.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados pequeños contenidos en uno de esos cuadrados medianos:
Es de 0,05 mm, porque dividimos lo que mide un lado de un cuadrado mediano (0,2mm) entre los 4 cuadrados pequeños que forman cada lado de ese cuadrado mediano.
Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0,1 mm, hay que calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento a nivel de:
-Un cuadrado grande central:
V= l x l x h = 1 mm x 1mm x 0,1 mm = 0,1 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado mediano englobado en el cuadrado grande central:
V= l x l x h = 0,2 mm x 0,2 mm x 0,1 mm = 0,004 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadrados
medianos:
V= l x l x h = 0,05 mm x 0,05 mm x 0,1 mm = 0,00025 mm cúbicos de sangre diluida.
Resultados de la práctica:
Finalmente , hemos aprendido a utilizar la cámara de recuento de Neubauer.En la siguiente práctica la utilizaremos para el recuento de eritrocitos de una muestra de sangre.
Bibliografía:
-www.andyoml.blogspot.com
-www.omelsnlozaa.blogspot.com
1. Se observa el retículo de la cámara de recuento de Neubauer con el microcopio óptico. Primero lo hacemos con el objetivo que tiene el aumento más pequeño (4 x), después, con el de aumento mediano(10 x) y por último, con el objetivo de gran aumento (40 x).
Este es el retículo completo:
Con el objetivo de 4 x se observa el retículo completo.
Con el objetivo de 10 x observamos: el cuadrado grande central que contiene 25 cuadrados medianos y también observamos los 16 cuadrados pequeños que contiene cada cuadrado mediano.
Por último, con el objetivo de 40 x : observamos un cuadrado mediano del cuadrado grande central que contiene 16 cuadrados pequeños.
2. A continuación, enfocar con el objetivo de 10 x uno de los cuadrados grandes que se encuentran en las cuatro esquinas del retículo y contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande periférico:
Pudimos observar 16 cuadrados medianos.
La longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, calcular:
-La longitud de los lados de cada cuadrado grande periférico:
Es de 1 mm, porque cada lado del retículo mide 3mm y hay 3 cuadrados grandes, por lo que para saber la longitud de los lados hay que dividir los 3mm de un lado del retículo entre los 3 cuadrados grandes.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos englobados en un cuadrado grande periférico:
La longitud es 0,25 mm, porque sabemos gracias al apartado anterior que cada lado de cada cuadrado grande mide 1mm y en cada cuadrados grande hay 4 cuadrados medianos por lado, por lo que dividimos un lado del cuadrado grande (1mm) entre los 4 cuadrados medianos que forman un lado del cuadrado grande.
Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubreobjetos es de 0,1mm, hay que calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento , a nivel de:
-El retículo entero:
V= l x l x h = 3mm x 3 mm x 0,1 mm = 0,9 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado grande periférico:
V= l x l x h = 1mm x 1mm x 0,1 mm = 0,1 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado mediano incluido en un cuadrado grande periférico:
V= l x l x h = 0,25 mm x 0,25 mm x 0,1 mm = 0,00625 mm cúbicos de sangre diluida.
3. Enfocar, con el objetivo de 10 x , el cuadrado grande central :
-Contar el número de cuadrados medianos contenidos en ese cuadrado grande central:
Tiene 25 cuadrados medianos contenidos en el cuadrado grande central.
-Contar el número de cuadrados pequeños englobados en uno de esos cuadrados medianos:
Contiene cada uno de esos cuadrados medianos 16 cuadrados pequeños.
Teniendo en cuenta que la longitud de cada uno de los lados del retículo es de 3 mm, hay que calcular:
-La longitud de los lados del cuadrado grande central:
Es de 1mm, porque dividimos los 3mm que es lo que mide cada lado del retículo entre los 3 cuadrados grandes que forman un lado de ese retículo.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados medianos incluidos en el cuadrado grande central:
Es de 0,2 mm, porque dividimos lo que mide un lado del cuadrado grande (1mm) entre los 5 cuadrados medianos que forman cada lado de ese cuadrado grande central.
-La longitud de los lados de cada uno de los cuadrados pequeños contenidos en uno de esos cuadrados medianos:
Es de 0,05 mm, porque dividimos lo que mide un lado de un cuadrado mediano (0,2mm) entre los 4 cuadrados pequeños que forman cada lado de ese cuadrado mediano.
Teniendo en cuenta que la longitud del espacio comprendido entre el retículo y el cubre es de 0,1 mm, hay que calcular el volumen de sangre diluida que hay en la cámara de recuento a nivel de:
-Un cuadrado grande central:
V= l x l x h = 1 mm x 1mm x 0,1 mm = 0,1 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado mediano englobado en el cuadrado grande central:
V= l x l x h = 0,2 mm x 0,2 mm x 0,1 mm = 0,004 mm cúbicos de sangre diluida.
-Un cuadrado pequeño incluido en uno de esos cuadrados
medianos:
V= l x l x h = 0,05 mm x 0,05 mm x 0,1 mm = 0,00025 mm cúbicos de sangre diluida.
Resultados de la práctica:
Finalmente , hemos aprendido a utilizar la cámara de recuento de Neubauer.En la siguiente práctica la utilizaremos para el recuento de eritrocitos de una muestra de sangre.
Bibliografía:
-www.andyoml.blogspot.com
-www.omelsnlozaa.blogspot.com
lunes, 24 de noviembre de 2014
Práctica: Tinción panóptico rápido.
Fecha: 13/11/2014
Introducción:
Este método de tinción se diferencia de los métodos clásicos ( Giemsa y Wright ) en que en estos dos métodos había que extender el colorante sobre la extensión, al contrario que pasa con el panóptico rápido, que es un método de inmersión, es decir, sumergimos la extensión en la solución colorante durante un determinado tiempo.
De este método también destaca su rapidez de ejecución, aproximadamente 15 segundos.
Materiales empleados:
-Papel de filtro.
-Frasco lavador.
-2 portas para realizar la extensión sanguínea.
-Guantes desechables y bata.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Alcohol , lanceta y gasas ( si vamos a utilizar sangre capilar fresca ).
-Cubetas de Wertheim o similares.
-Microscopio óptico.
Reactivos utilizados para esta práctica:
-Agua destilada del frasco lavador.
-Aceite de inmersión.
-Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
-Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
-Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.
Muestra específica:
Sangre capilar fresca o sangre venosa anticoagulada. Hay que realizar un frotis con un tipo de sangre y dejar secar.
Objetivos de la tinción panóptico rápido:
-Utilizar un método distinto a los clásicos ( Giemsa y Wright ) que es de inmersión y mucho más rápido (aproximadamente 15 segundos ).
-Conocer las diferencias entre el método de tinción panóptico rápido y las otras tinciones clásicas.
-Decir el tiempo que debe sumergirse la extensión en cada una de las tres soluciones.
-Decir cuál es la solución fijadora.
Procedimiento:
1. En las tres cubetas de Wertheim vertimos las tres soluciones ( una en cada cubeta ).
2. Sumergimos el porta en el que tenemos la extensión en la solución nº 1 durante 1 segundo.Repetimos la inmersión cuatro veces ( en total 5 segundos ) y dejamos escurrir.
3. A continuación sumergimos otras cinco veces, cada una de un segundo de duración, en la cubeta con la soluciónº 2 y dejamos escurrir otra vez.
4. Luego, sumergimos otras cinco veces de un segundo cada una en la cubeta con la solución nº 3.
5. Por último, lavamos con agua destilada la extensión y dejamos secar.
6. Solo queda observar al microscopio con el objetivo de 100 x con ayuda del aceite de inmersión.
Interpretación de los resultados:
-Las diferencias entre este método y las tinciones de Giemsa y Wright son:
* Es un método mucho más rápido, se tardan aproximadamente 15 segundos.
* Es un método de inmersión, la extensión se sumerge en las distintas soluciones, al contrario que las otras tinciones, que hay que extender el colorante sobre la extensión.
-En la primera solución debe sumergirse la extensión 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).
En la segunda solución debe sumergirse otros 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).
En la tercera solución hay que hacer lo mismo que en las anteriores, sumergir 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ). En total el proceso dura 15 segundos.
-La solución fijadora es la nº 1 porque contiene alcohol.
Al observar al microscopio esto es lo que hemos visto :
Con este último método hemos conseguido observar los leucocitos.
Introducción:
Este método de tinción se diferencia de los métodos clásicos ( Giemsa y Wright ) en que en estos dos métodos había que extender el colorante sobre la extensión, al contrario que pasa con el panóptico rápido, que es un método de inmersión, es decir, sumergimos la extensión en la solución colorante durante un determinado tiempo.
De este método también destaca su rapidez de ejecución, aproximadamente 15 segundos.
Materiales empleados:
-Papel de filtro.
-Frasco lavador.
-2 portas para realizar la extensión sanguínea.
-Guantes desechables y bata.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Alcohol , lanceta y gasas ( si vamos a utilizar sangre capilar fresca ).
-Cubetas de Wertheim o similares.
-Microscopio óptico.
Reactivos utilizados para esta práctica:
-Agua destilada del frasco lavador.
-Aceite de inmersión.
-Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
-Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
-Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.
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| Solución 1 |
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| Solución 2 |
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| Solución 3 |
Muestra específica:
Sangre capilar fresca o sangre venosa anticoagulada. Hay que realizar un frotis con un tipo de sangre y dejar secar.
Objetivos de la tinción panóptico rápido:
-Utilizar un método distinto a los clásicos ( Giemsa y Wright ) que es de inmersión y mucho más rápido (aproximadamente 15 segundos ).
-Conocer las diferencias entre el método de tinción panóptico rápido y las otras tinciones clásicas.
-Decir el tiempo que debe sumergirse la extensión en cada una de las tres soluciones.
-Decir cuál es la solución fijadora.
Procedimiento:
1. En las tres cubetas de Wertheim vertimos las tres soluciones ( una en cada cubeta ).
2. Sumergimos el porta en el que tenemos la extensión en la solución nº 1 durante 1 segundo.Repetimos la inmersión cuatro veces ( en total 5 segundos ) y dejamos escurrir.
3. A continuación sumergimos otras cinco veces, cada una de un segundo de duración, en la cubeta con la soluciónº 2 y dejamos escurrir otra vez.
4. Luego, sumergimos otras cinco veces de un segundo cada una en la cubeta con la solución nº 3.
5. Por último, lavamos con agua destilada la extensión y dejamos secar.
6. Solo queda observar al microscopio con el objetivo de 100 x con ayuda del aceite de inmersión.
Interpretación de los resultados:
-Las diferencias entre este método y las tinciones de Giemsa y Wright son:
* Es un método mucho más rápido, se tardan aproximadamente 15 segundos.
* Es un método de inmersión, la extensión se sumerge en las distintas soluciones, al contrario que las otras tinciones, que hay que extender el colorante sobre la extensión.
-En la primera solución debe sumergirse la extensión 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).
En la segunda solución debe sumergirse otros 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ).
En la tercera solución hay que hacer lo mismo que en las anteriores, sumergir 5 segundos ( 5 veces de 1 segundo de duración ). En total el proceso dura 15 segundos.
-La solución fijadora es la nº 1 porque contiene alcohol.
Al observar al microscopio esto es lo que hemos visto :
Con este último método hemos conseguido observar los leucocitos.
Práctica: Tinción de Wright.
Fecha: 12/11/2014
Información sobre la práctica:
El colorante que vamos a utilizar es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno ( del 50 al 75% ) y azur B ( del 10 al 25% ) junto con otros derivados del alcohol metílico.
Este método de tinción se diferencia del anterior en que en su composicíón contiene metanol, por lo que no hace falta fijar la muestra antes de la coloración.
La tinción de Wright es otro método de tinción similar al de Giemsa, ambos sirven para observar las distintas estructuras celulares.
Material que vamos a utilizar:
-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata.
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Tubos de ensayo.
-Pipeta Pasteur de vidrio( no usar capilar porque lleva heparina, un anticoagulante )
-Microscopio óptico.
Reactivos:
-Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
-Solución tampón pH 7,2.
-Aceite de inmersión para el objetivo de 100 x.
Muestras:
Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.
Objetivos de la tinción de Wright:
-Observar las distintas estructuras celulares con otro método distinto al de Giemsa.
-Decir el tipo de colorante utilizado en esta tinción y qué sustancia empleamos como fijador.
-Decir el tiempo que debe estar el contacto la extensión sanguínea con el colorante diluido.
Desarrollo de la práctica:
1.Lo primero que hay que hacer es realizar una extensión sanguínea.
2.Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador y sobre el puente de tinción ponemos el frotis.
3.Con una pipeta Pasteur vertemos en la extensión 1 ml de eosina-azul de metileno.
4.Dejamos actuar a la eosina-azul de metileno durante 1 minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2.
5.En un tubo de ensayo diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2.
6.Mezclamos suavemente y con ayuda de una pipeta Pasteur cubrimos la extensión con esa mezcla.
7.Dejamos que se tiña durante 3-5 minutos y lavamos con agua destilada del frasco lavador.
8.Se vuelve a lavar con solución tampón pH 7,2 y dejamos escurrir en posición vertical.
9.Cuando la extensión esté seca añadimos una gota de aceite de inmersión y observamos al microscopio con el objetivo de 100 x.
Interpretación de los resultados:
-El colorante que hemos utilizado en esta tinción es la eosina-azul de metileno.
-Hemos utilizado como fijador metanol ( no ha hecho falta añadirselo porque ya estaba diluido en la mezcla )
-La extensión debe estar en contacto con el colorante diluido aproximadamente 3-5 minutos.
Al observar al microscopio con ayuda del aceite de inmersión y el objetivo de 100 x , nos hemos dado cuenta de que al igual que sucedía en la tinción con Giemsa no se podían observar leucocitos.Solo hemos observado hematíes teñídos.
Propuestas de mejora:
Para las tinciones como la de Giemsa, Wright y la del panóptico rápido (la veremos en la siguiente práctica) es mejor utilizar sangre capilar fresca, debido a que así hay probabilidad de encontrar leucocitos, ya que, con la sangre venosa anticoagulada que hay en el laboratorio no es posible por el tiempo que llevan las donaciones allí.
Bibliografia:
-www.parasitologia.blogspot.com
Información sobre la práctica:
El colorante que vamos a utilizar es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno ( del 50 al 75% ) y azur B ( del 10 al 25% ) junto con otros derivados del alcohol metílico.
Este método de tinción se diferencia del anterior en que en su composicíón contiene metanol, por lo que no hace falta fijar la muestra antes de la coloración.
La tinción de Wright es otro método de tinción similar al de Giemsa, ambos sirven para observar las distintas estructuras celulares.
Material que vamos a utilizar:
-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata.
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Tubos de ensayo.
-Pipeta Pasteur de vidrio( no usar capilar porque lleva heparina, un anticoagulante )
-Microscopio óptico.
Reactivos:
-Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
-Solución tampón pH 7,2.
-Aceite de inmersión para el objetivo de 100 x.
Muestras:
Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.
Objetivos de la tinción de Wright:
-Observar las distintas estructuras celulares con otro método distinto al de Giemsa.
-Decir el tipo de colorante utilizado en esta tinción y qué sustancia empleamos como fijador.
-Decir el tiempo que debe estar el contacto la extensión sanguínea con el colorante diluido.
Desarrollo de la práctica:
1.Lo primero que hay que hacer es realizar una extensión sanguínea.
2.Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador y sobre el puente de tinción ponemos el frotis.
3.Con una pipeta Pasteur vertemos en la extensión 1 ml de eosina-azul de metileno.
4.Dejamos actuar a la eosina-azul de metileno durante 1 minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2.
5.En un tubo de ensayo diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2.
6.Mezclamos suavemente y con ayuda de una pipeta Pasteur cubrimos la extensión con esa mezcla.
7.Dejamos que se tiña durante 3-5 minutos y lavamos con agua destilada del frasco lavador.
8.Se vuelve a lavar con solución tampón pH 7,2 y dejamos escurrir en posición vertical.
9.Cuando la extensión esté seca añadimos una gota de aceite de inmersión y observamos al microscopio con el objetivo de 100 x.
-El colorante que hemos utilizado en esta tinción es la eosina-azul de metileno.
-Hemos utilizado como fijador metanol ( no ha hecho falta añadirselo porque ya estaba diluido en la mezcla )
-La extensión debe estar en contacto con el colorante diluido aproximadamente 3-5 minutos.
Al observar al microscopio con ayuda del aceite de inmersión y el objetivo de 100 x , nos hemos dado cuenta de que al igual que sucedía en la tinción con Giemsa no se podían observar leucocitos.Solo hemos observado hematíes teñídos.
Propuestas de mejora:
Para las tinciones como la de Giemsa, Wright y la del panóptico rápido (la veremos en la siguiente práctica) es mejor utilizar sangre capilar fresca, debido a que así hay probabilidad de encontrar leucocitos, ya que, con la sangre venosa anticoagulada que hay en el laboratorio no es posible por el tiempo que llevan las donaciones allí.
Bibliografia:
-www.parasitologia.blogspot.com
domingo, 23 de noviembre de 2014
Práctica: Tinción de Giemsa.
Fecha: 11/11/2014
Información sobre la práctica:
La tinción de Giemsa es un método diferencial, quiere decir que es una tinción gracias a la cual podemos distinguir las distintas estructuras celulares, dependiendo de si éstas se tiñen con colorante ácido, con colorante básico o con la mezcla de los dos colorantes.
Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y productos de oxidación ( azur A, azur B y azur C ) como colorantes básicos, como colorante ácido utiliza la eosina.
Dependiendo de la proporción de azul de metileno y de eosina que contenga el colorante ,existen distintos métodos de tinción, por ejemplo:
-Giemsa ( el que vamos a realizar en esta práctica ).
-Leishman.
-Wright ( Lo veremos en la práctica siguiente ).
-Panóptico de Pappenheim ( Lo veremos más adelante ).
Materiales necesarios:
-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata ( En las prácticas de tinciones y de sangre son muy importantes ).
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Portas.
-Tubos de ensayo.
-Microscopio óptico.
-Cubres.
-Gradilla.
Reactivos usados para esta práctica:
-Colorante Giemsa.
-Solución tampón pH 7,2.
-Metanol.
-Aceite de inmersión ( para observar al microscopio con el objetivo de 100 x ).
Muestra específica:
Sangre capilar os sangre venosa anticoagulada. ( El anticoagulante debe ser o heparina o EDTA ).
Objetivos:
-Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno ( colorante básico ) y de eosina ( colorante ácido ).
-Decir los anticoagulantes más adecuados para esta técnica y con qué reactivo fijamos la extensión sanguínea.
-Mencionar el tiempo que debe actuar el colorante en la extensión.
Procedimiento:
1.Realizamos una extensión sanguínea como lo hemos hecho en prácticas anteriores y la colocamos sobre el puente de tinción, que está encima del cristalizador.
2.Cubrimos la extensión con metanol con la ayuda de una pipeta Pasteur y dejamos que haga efecto durante 3 minutos, a continuación lo escurrimos y lo dejamos secar.
( El objetivo es que la extensión se fije ).
3.Ahora tenemos que hacer una una disolución que consiste en 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno según Giemsa y 2ml de solución tampón pH 7,2 ( La disolución se debe realizar en un tubo de ensayo ).
4.Mezclamos las dos sustancias en el tubo de ensayo con ayuda de una pipeta Pasteur y cubrimos la extensión con la dilución de colorante, dejándolo reposar durante aproximadamente 25 minutos.
7.Por último observamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x utilizando el aceite de inmersión.
Interpretación de los resultados:
-En esta técnica los anticoagulantes más adecuados son la heparina o el EDTA.
-Para fijar la extensión sanguínea hemos utilizado metanol.
-El colorante en el frotis debe actuar durante 25 minutos aproximadamente.
Al observar al microscopio vimos que los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas se ven muy pequeñas y de color violeta.
En ocasiones también se pueden observar neutrófilos, eosinóflos, basófilos, monocitos y linfocitos. Pero solo pudimos observar los hematíes y las plaquetas.
Información sobre la práctica:
La tinción de Giemsa es un método diferencial, quiere decir que es una tinción gracias a la cual podemos distinguir las distintas estructuras celulares, dependiendo de si éstas se tiñen con colorante ácido, con colorante básico o con la mezcla de los dos colorantes.
Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y productos de oxidación ( azur A, azur B y azur C ) como colorantes básicos, como colorante ácido utiliza la eosina.
Dependiendo de la proporción de azul de metileno y de eosina que contenga el colorante ,existen distintos métodos de tinción, por ejemplo:
-Giemsa ( el que vamos a realizar en esta práctica ).
-Leishman.
-Wright ( Lo veremos en la práctica siguiente ).
-Panóptico de Pappenheim ( Lo veremos más adelante ).
Materiales necesarios:
-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata ( En las prácticas de tinciones y de sangre son muy importantes ).
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Portas.
-Tubos de ensayo.
-Microscopio óptico.
-Cubres.
-Gradilla.
Reactivos usados para esta práctica:
-Colorante Giemsa.
-Solución tampón pH 7,2.
-Metanol.
-Aceite de inmersión ( para observar al microscopio con el objetivo de 100 x ).
Muestra específica:
Sangre capilar os sangre venosa anticoagulada. ( El anticoagulante debe ser o heparina o EDTA ).
Objetivos:
-Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno ( colorante básico ) y de eosina ( colorante ácido ).
-Decir los anticoagulantes más adecuados para esta técnica y con qué reactivo fijamos la extensión sanguínea.
-Mencionar el tiempo que debe actuar el colorante en la extensión.
Procedimiento:
1.Realizamos una extensión sanguínea como lo hemos hecho en prácticas anteriores y la colocamos sobre el puente de tinción, que está encima del cristalizador.
2.Cubrimos la extensión con metanol con la ayuda de una pipeta Pasteur y dejamos que haga efecto durante 3 minutos, a continuación lo escurrimos y lo dejamos secar.
( El objetivo es que la extensión se fije ).
3.Ahora tenemos que hacer una una disolución que consiste en 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno según Giemsa y 2ml de solución tampón pH 7,2 ( La disolución se debe realizar en un tubo de ensayo ).
4.Mezclamos las dos sustancias en el tubo de ensayo con ayuda de una pipeta Pasteur y cubrimos la extensión con la dilución de colorante, dejándolo reposar durante aproximadamente 25 minutos.
En la foto no se observa bien, pero la dilución entre el azur-eosina-azul de metileno y la solución tampón pH 7,2 es de un color azul más claro que cuando en la práctica anterior hemos utilizado Giemsa al 3% en agua destilada.
5.Escurrimos el exceso y lavamos con agua destilada. Después ,lavamos con solución tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos de colorante.
6.Dejamos secar en posición vertical.
Interpretación de los resultados:
-En esta técnica los anticoagulantes más adecuados son la heparina o el EDTA.
-Para fijar la extensión sanguínea hemos utilizado metanol.
-El colorante en el frotis debe actuar durante 25 minutos aproximadamente.
Al observar al microscopio vimos que los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas se ven muy pequeñas y de color violeta.
En ocasiones también se pueden observar neutrófilos, eosinóflos, basófilos, monocitos y linfocitos. Pero solo pudimos observar los hematíes y las plaquetas.
sábado, 22 de noviembre de 2014
Práctica: Preparación de gota gruesa.
Fecha: 10/11/2014
Información sobre la práctica:
El paludismo ( o malaria ) es producido por parásitos del género Plasmodium.
Hay cuatro especies de parásitos palúdicos:
-Plasmodium vivax.
-Plasmodium ovale.
-Plasmodium malariae.
-Plasmodium falciparum.
Este es el ciclo de transmisión de la malaria:
El parásito se encuentra en el primer vector que es el mosquito.Ese mosquito pica a un humano, el humano pasa a ser hospedador inicial.Si el humano es mujer y está embarazada puede transmitir el parásito al feto a través de la placenta.La mujer al tener al parásito en su interior se produce una infección del hígado, esta infección pasa a ser una infección sanguínea hasta que un segundo mosquito pica a la mujer.
El segundo mosquito es el segundo vector, pica a otro humano y así sucesivamente.
Materiales necesarios:
-Papel de filtro.
-Una pipeta Pasteur de vidrio preferiblemente.
-2 portas.
-Tubo capilar heparinizado ,si la muestra es sangre capilar, o no heparinizado , si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
-Guantes desechables.
-Cristalizador.
-Recipiente para contener la pipeta y el capilar para evitar manchar la superficie de trabajo.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador.
-Gradilla.
-Tubo de ensayo.
-Microscopio óptico.
Reactivos:
-Metanol.
-Agua destilada.
-Disolución de colorante Giemsa al 3% en agua destilada.
Muestra:
Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA ( anticoagulantes ).
Objetivos de esta práctica:
-Aprender a realizar la preparación de gota gruesa para detectar el parásito que provoca el paludismo o malaria.
-Decir qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa y cómo están los eritrocitos en la preparación de gota gruesa.
-Por último, decir con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa.
Desarrollo de esta práctica:
Para el estudio rutinario de muestras de sangre que puedan contener parásitos palúdicos, se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de gota gruesa , las dos en el mismo porta.
La extensión fina: para observar a los eritrocitos infectados y a los parásitos que hay dentro de ellos ( en el caso de que la persona esté infectada ).
La gota gruesa: para observar el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse, ya que los eritrocitos están lisados y los parásitos palúdicos suelen ser más abundantes y compactos que en la extensión fina.
Información sobre la práctica:
El paludismo ( o malaria ) es producido por parásitos del género Plasmodium.
Hay cuatro especies de parásitos palúdicos:
-Plasmodium vivax.
-Plasmodium ovale.
-Plasmodium malariae.
-Plasmodium falciparum.
Este es el ciclo de transmisión de la malaria:
El parásito se encuentra en el primer vector que es el mosquito.Ese mosquito pica a un humano, el humano pasa a ser hospedador inicial.Si el humano es mujer y está embarazada puede transmitir el parásito al feto a través de la placenta.La mujer al tener al parásito en su interior se produce una infección del hígado, esta infección pasa a ser una infección sanguínea hasta que un segundo mosquito pica a la mujer.
El segundo mosquito es el segundo vector, pica a otro humano y así sucesivamente.
Materiales necesarios:
-Papel de filtro.
-Una pipeta Pasteur de vidrio preferiblemente.
-2 portas.
-Tubo capilar heparinizado ,si la muestra es sangre capilar, o no heparinizado , si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
-Guantes desechables.
-Cristalizador.
-Recipiente para contener la pipeta y el capilar para evitar manchar la superficie de trabajo.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador.
-Gradilla.
-Tubo de ensayo.
-Microscopio óptico.
Reactivos:
-Metanol.
-Agua destilada.
-Disolución de colorante Giemsa al 3% en agua destilada.
Muestra:
Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA ( anticoagulantes ).
Objetivos de esta práctica:
-Aprender a realizar la preparación de gota gruesa para detectar el parásito que provoca el paludismo o malaria.
-Decir qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa y cómo están los eritrocitos en la preparación de gota gruesa.
-Por último, decir con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa.
Desarrollo de esta práctica:
Para el estudio rutinario de muestras de sangre que puedan contener parásitos palúdicos, se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de gota gruesa , las dos en el mismo porta.
La extensión fina: para observar a los eritrocitos infectados y a los parásitos que hay dentro de ellos ( en el caso de que la persona esté infectada ).
La gota gruesa: para observar el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse, ya que los eritrocitos están lisados y los parásitos palúdicos suelen ser más abundantes y compactos que en la extensión fina.
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| Extensión fina y gota gruesa
Técnica:
1. Poner una gota de sangre en el centro del porta de soporte y realizar la extensión.
2. A la derecha de la extensión ,aproximadamente a 1cm, colocar tres gotas pequeñas de sangre.
( Las tres gotas deben ocupar los vértices de un pequeño e imaginario triángulo equilátero cuya base está dirigida hacia la gota pequeña ). 3. Con una esquina del porta extensor , unir con movimientos circulares las 3 gotas de sangre que forman el triángulo ,hasta formar una capa gruesa y uniforme.( Se remueven para lograr la desfibrinación de la sangre ) 4. Dejar secar la preparación con el porta en posición horizontal. 5. Fijar solamente la extensión fina, para ello hay que depositar 3 gotas de metanol sobre ella y dejar que actúe unos segundos. 6. La gota gruesa se deja secar durante 24 horas. 7. Cuando han pasado las 24 horas , ponemos el porta con la muestra en un puente de tinción encima de un cristalizador. 8. Con ayuda de una pipeta Pasteur, añadimos al porta que contiene la muesta , Giemsa al 3% y lo dejamos actuar durante 30-45 minutos. 9. Verter agua destilada del frasco lavador hasta que ya no salga más colorante al lavar. 10. Por último , dejar secar la preparación en posición vertical. Lectura de resultados: En nuestro caso la persona no presentaba paludismo. En el caso de que la persona estuviese infectada , en la extensión fina, encontraríamos parásitos palúdicos, tanto en el interior de los eritrocitos como fuera de ellos.Por ejemplo: -Puntos de Schüffner y de Maurer:  -Formas en anillo ( esquizontes anulares ):  -Formas ameboideas ( esquizontes ameboides ):  -Conglomerados de merozoitos ( esquizontes maduros ): .jpg) -Gametocitos libres en el plasma:  Resultados e interpretación: -Al observar en el microscopio nuestra muestra no hemos detectado ninguna pista de que estuviese infestada, por lo tanto, el individuo no está infestado por plasmodium. -El colorante que se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa es Giemsa al 3%. -Los hematíes en la preparación de gota gruesa se observan lisados y apelmazados y no se han teñido del todo bien, debido a que no dejamos que el colorante Giemsa al 3% actuase de 30-45 min. -De la preparación de gota gruesa solo se fija la extensión fina con metanol. Bibliografía: -www.ferriz.com.mx -www.euroclinix.es -www.bioloparasitologia.com -www.esmateria.com |
Práctica: Realización de una extensión sanguínea.
Fecha: 7/11/2014
Descripción de la práctica:
Las extensiones sanguíneas se realizan para poder obtener una capa fina de células sanguíneas y observarlas al microscopio.
Se llevan a cabo poniendo una gota de sangre en un porta y deslizando con otro porta sobre la gota.
Materiales empleados:
- Papel de filtro.
- Guantes desechables y bata.
- Una lanceta ( si se realiza la extensión con sangre capilar, por ejemplo: de los dedos de la mano).
- Gasas.
- 2 portas limpios y sin grasa. El porta extensor (con el que se extiende la sangre) es mejor que sea esmerilado y biselado.
- Capilar no heparinizado ( no contiene heparina, un anticoagulante ) si la muestra es de sangre es venosa anticoagulada, o heparinizado ( contiene heparina ), si la muestra es de sangre capilar.
- En vez de utilizar un capilar heparinizado o no puedes emplear una pipeta Pasteur, preferiblemente de vidrio.
- Recipiente para contener la pipeta o el capilar para no manchar la mesa.
- Gradilla.
- Tubo de ensayo ( si utilizamos sangre venosa anticoagulada ).
- Un rotulador de vidrio.
Reactivos utilizados:
- Alcohol etílico.
Muestra específica:
Como he mencionado anteriormente se puede utilizar sangre venosa anticoagulada o sangre capilar, en mi caso, escogí utilizar sangre venosa anticoagulada porque me resulta más fácil hacer las extensiones con pipeta Pasteur de vidrio.
 |
| Sangre capilar |
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| Sangre venosa |
Forma de extraer sangre capilar:
Primero hay que escoger el tercer o cuarto dedo de una de las manos, desinfectar la zona con una gasa humedecida con algún desinfectante, por ejemplo: alcohol etílico. Cuando se ha evaporado el desinfectante hay que pinchar con la lanceta firmemente una cara lateral de la yema del dedo y con un poco de gasa desechar la primera gota de sangre. Una vez desechada la primera gota se debe presionar el extremo del dedo, a nivel del lado opuesto al de la punción, hasta obtener la cantidad deseada de sangre.Por último hay que volver a desinfectar la zona.
Forma de obtener sangre venosa anticoagulada:
La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, ya que, cuando pasa este tiempo, se producen cambios en las células que se manifiestan al ser teñidas ( las células ), por ejemplo: alteraciones en su morfología.
Cuando se ha extraído la sangre venosa ha de ser anticoagulada con EDTA ( un anticoagulante ).
Para los frotis sanguíneos no debe utilizarse sangre anticoagulada con heparina ( otro anticoagulante ) , ya que agrega las células y produce un fondo azul en las extensiones de sangre teñidas con el colorante de Wright.
Diferencias entre la sangre capilar y la sangre venosa anticoagulada:
Hay que tener en cuenta que una de las diferencias más importantes entre una sangre y otra es que la capilar tiene más eritrocitos y leucocitos y menos plaquetas que la sangre venosa, esto se debe a que los leucocitos tienen un tiempo muy corto de vida y por eso en la capilar como es extraída en el momento los leucocitos pueden llegar a apreciarse, pero la venosa como se encuentra en bolsas y ha sido extraída hace días y además lleva anticoagulante ya no hay leucocitos.
Técnica para realizar extensiones sanguíneas:
1. Lo primero es sujetar con los dedos índice y pulgar de una mano el extremo del porta normal ( porta soporte ) y situarlo sobre la mesa.
2. A continuación con un capilar cargado de sangre mediante capilaridad o con una pipeta Pasteur cargada de sangre, depositamos una gota en la parte derecha del porta soporte a 2 cm del final del porta.
3. Con el extremo del porta extensor formando un ángulo de 45º con el porta soporte....
4.....desplazamos suavemente hacia atrás el porta extensor, hasta alcanzar la gota de sangre.
5. Dejar que la gota se extienda por capilaridad a lo largo del extremo del porta extensor que toca el porta soporte.
6. Antes de que la sangre alcance los bordes de ese extremo hay que deslizar el porta extensor hacia delante, con un movimiento uniforme, firme y a velocidad normal. ( El deslizamiento debe acabar aproximadamente a 1 cm del extremo final del porta soporte con un movimiento de ascensión del porta extensor )
7. Dejar secar la extensión.
8. Por último rotular el porta soporte con el nombre del enfermo.
Método para mantener limpios los portas:
Los portas en las extensiones sanguíneas deben estar muy limpios y sin grasa de los dedos porque si no es así las extensiones no saldrán bien.
Las indicaciones para mantenerlos limpios son:
-Lavar los portas con agua y jabón líquido. ( También se puede usar alcohol o lejía )
-Aclarar los portas con abundante agua.
-Sumergir los portas en una solución de etanol-éter durante 1 h.
-Volver a aclarar los portas y dejarlos secar. ( Se pueden dejar secar en la estufa de desecación envueltos e papel de filtro).
-Por último cogerlos con cuidado de los bordes para evitar que se manchen otra vez.
Objetivos de la práctica:
-Uno de los principales objetivos es aprender a hacer extensiones sanguíneas correctamente, sabiendo diferenciar las incorrectas de las correctas.
-Darnos cuenta de por qué las extensiones sanguíneas incorrectas están mal hechas y los errores comunes que se suelen cometer.
-Saber con que sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión y saber el tiempo máximo que puede pasar desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis o extensión sanguínea.
-Saber el ángulo que debe formar el porta extensor con el porta soporte.
Defectos comunes de una extensión sanguínea:
Extensión sanguínea correcta
Esta extensión sanguínea es correcta porque se diferencian sus partes: la cola , el cuerpo y la cabeza.
La zona ideal de observación con un microscopio es la zona entre la cola y el cuerpo.
Resultados e interpretación:
Una vez que hemos aprendido a realizar extensiones sanguíneas correctamente y a diferenciar las erróneas y por qué lo son, vamos a dar respuesta a algunas preguntas que nos hemos formulado en el apartado de objetivos de la práctica.
La sangre venosa se anticoagula con una sustancia llamada EDTA, este anticoagulante evita que se formen los coágulos típicos de la sangre.
El tiempo que puede pasar la sangre como máximo desde su extracción hasta la realización del frotis varía dependiendo del tipo de sangre:
La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, porque se producen alteraciones en su morfología si pasa más tiempo.
La sangre capilar debe utilizarse al momento porque sino coagula, ya que, normalemente la sangre capilar se extrae con una lanceta y al ser poca sangre se coagula antes.
El ángulo que debe formar el porta extensor con el porta soporte es de aproximadamente 45º.
Errores cometidos:
A continuación voy a mostrar algunas extensiones que no me salieron bien y explicaré por qué no lo están.
Esta extensión tiene demasiada sangre, por eso se me ha quedado bastante sangre al final.
Esta otra tiene zonas sin sangre, esto quiere decir que el porta está sucio o tiene grasa de los dedos.
Esta es demasiado larga y muy fina, sucede porque le falta sangre.
Finalmente podemos decir que ninguna de estas extensiones es válida para ser observada al microscopio porque todas tienen algún defecto que hace que no puedan ser utilizadas.
Bibliografía:
-Libro de hematología.
-www.educa2madrid.org
-www.juntadeandalucia.es
-www.asvidida.org
-www.medicablogs.diariomedico.com
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