Práctica: Tinción de Wright.

Fecha: 12/11/2014

Información sobre la práctica:

El colorante que vamos a utilizar es una solución de eosina y una mezcla de azul de metileno ( del 50 al 75% ) y azur B ( del 10 al 25% ) junto con otros derivados del alcohol metílico.

Este método de tinción se diferencia del anterior en que en su composicíón contiene metanol, por lo que no hace falta fijar la muestra antes de la coloración.

La tinción de Wright es otro método de tinción similar al de Giemsa, ambos sirven para observar las distintas estructuras celulares.

Material que vamos a utilizar:

-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata.
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Tubos de ensayo.
-Pipeta Pasteur de vidrio( no usar capilar porque lleva heparina, un anticoagulante )
-Microscopio óptico.

Reactivos:

-Solución de eosina-azul de metileno según Wright.
-Solución tampón pH 7,2.
-Aceite de inmersión para el objetivo de 100 x.

Muestras:

Sangre capilar o sangre venosa anticoagulada.

Objetivos de la tinción de Wright:

-Observar las distintas estructuras celulares con otro método distinto al de Giemsa.

-Decir el tipo de colorante utilizado en esta tinción y qué sustancia empleamos como fijador.

-Decir el tiempo que debe estar el contacto la extensión sanguínea con el colorante diluido.

Desarrollo de la práctica:

1.Lo primero que hay que hacer es realizar una extensión sanguínea.

2.Colocamos el puente de tinción sobre el cristalizador y sobre el puente de tinción ponemos el frotis.

3.Con una pipeta Pasteur vertemos en la extensión 1 ml de eosina-azul de metileno.

4.Dejamos actuar a la eosina-azul de metileno durante 1 minuto y lavamos con solución tampón pH 7,2.

5.En un tubo de ensayo diluimos 0,5 ml de eosina-azul de metileno con 0,5 ml de solución tampón pH 7,2.

6.Mezclamos suavemente y con ayuda de una pipeta Pasteur cubrimos la extensión con esa mezcla.

7.Dejamos que se tiña durante 3-5 minutos y lavamos con agua destilada del frasco lavador.

8.Se vuelve a lavar con solución tampón pH 7,2 y dejamos escurrir en posición vertical.

9.Cuando la extensión esté seca añadimos una gota de aceite de inmersión y observamos al microscopio con el objetivo de 100 x.

Interpretación de los resultados:

-El colorante que hemos utilizado en esta tinción es la eosina-azul de metileno.

-Hemos utilizado como fijador metanol ( no ha hecho falta añadirselo porque ya estaba diluido en la mezcla )

-La extensión debe estar en contacto con el colorante diluido aproximadamente 3-5 minutos.

Al observar al microscopio con ayuda del aceite de inmersión y el objetivo de 100 x , nos hemos dado cuenta de que al igual que sucedía en la tinción con Giemsa no se podían observar leucocitos.Solo hemos observado hematíes teñídos.

Propuestas de mejora:

Para las tinciones como la de Giemsa, Wright y  la del panóptico rápido (la veremos en la siguiente práctica) es mejor utilizar sangre capilar fresca, debido a que así hay probabilidad de encontrar leucocitos, ya que, con la sangre venosa anticoagulada que hay en el laboratorio no es posible por el tiempo que llevan las donaciones allí.

Bibliografia:

-www.parasitologia.blogspot.com

Práctica: Tinción de Giemsa.

Fecha: 11/11/2014

Información sobre la práctica:

La tinción de Giemsa es un método diferencial, quiere decir que es una tinción gracias a la cual podemos distinguir las distintas estructuras celulares, dependiendo de si éstas se tiñen con colorante ácido, con colorante básico o con la mezcla de los dos colorantes.

Las tinciones hematológicas tipo Romanowsky utilizan azul de metileno y productos de oxidación ( azur A, azur B y azur C ) como colorantes básicos, como colorante ácido utiliza la eosina.

Dependiendo de la proporción de azul de metileno y de eosina que contenga el colorante ,existen distintos métodos de tinción, por ejemplo:

-Giemsa ( el que vamos a realizar en esta práctica ).
-Leishman.

-Wright ( Lo veremos en la práctica siguiente ).

-Panóptico de Pappenheim ( Lo veremos más adelante ).

Materiales necesarios:

-Papel de filtro.
-Guantes desechables y bata ( En las prácticas de tinciones y de sangre son muy importantes ).
-Cristalizador.
-Puente de tinción.
-Pipeta Pasteur de vidrio.
-Frasco lavador con agua destilada.
-Portas.
-Tubos de ensayo.
-Microscopio óptico.
-Cubres.
-Gradilla.

Reactivos usados para esta práctica:

-Colorante Giemsa.
-Solución tampón pH 7,2.
-Metanol.
-Aceite de inmersión ( para observar al microscopio con el objetivo de 100 x ).

Muestra específica:

Sangre capilar os sangre venosa anticoagulada. ( El anticoagulante  debe ser o heparina o EDTA ).

Objetivos:

-Utilizar como colorante la mezcla de azul de metileno ( colorante básico ) y de eosina ( colorante ácido ).

-Decir los anticoagulantes más adecuados para esta técnica y con qué reactivo fijamos la extensión sanguínea.

-Mencionar el tiempo que debe actuar el colorante en la extensión.

Procedimiento:

1.Realizamos una extensión sanguínea como lo hemos hecho en prácticas anteriores y la colocamos sobre el puente de tinción, que está encima del cristalizador.

2.Cubrimos la extensión con metanol con la ayuda de una pipeta Pasteur y  dejamos que haga efecto durante 3 minutos, a continuación lo escurrimos y lo dejamos secar.
 ( El objetivo es  que la extensión se fije ).

3.Ahora tenemos que hacer una una disolución que consiste en 0,2 ml de azur-eosina-azul de metileno según Giemsa y 2ml de solución tampón pH 7,2 ( La disolución se debe realizar en un tubo de ensayo ).

4.Mezclamos las dos sustancias en el tubo de ensayo con ayuda de una pipeta Pasteur y cubrimos la extensión con la dilución de colorante, dejándolo reposar durante aproximadamente 25 minutos.

En la foto no se observa bien, pero la dilución entre el azur-eosina-azul de metileno y la solución tampón pH 7,2 es de un color azul más claro que cuando en la práctica anterior hemos utilizado Giemsa al 3% en agua destilada.

5.Escurrimos el exceso y lavamos con agua destilada. Después ,lavamos con solución tampón pH 7,2 hasta eliminar los restos de colorante.

6.Dejamos secar en posición vertical.

7.Por último observamos al microscopio óptico con el objetivo de 100 x utilizando el aceite de inmersión.

Interpretación de los resultados:

-En esta técnica los anticoagulantes más adecuados son la heparina o el EDTA.

-Para fijar la extensión sanguínea hemos utilizado metanol.

-El colorante en el frotis debe actuar durante 25 minutos aproximadamente.

Al observar al microscopio vimos que los eritrocitos se tiñen de color rosa asalmonado y las plaquetas se ven muy pequeñas y de color violeta.

En ocasiones también se pueden observar neutrófilos, eosinóflos, basófilos, monocitos y linfocitos. Pero solo pudimos observar los hematíes y las plaquetas.

Práctica: Preparación de gota gruesa.

Fecha: 10/11/2014

Información sobre la práctica:

El paludismo ( o malaria ) es producido por parásitos del género Plasmodium.

Hay cuatro especies de parásitos palúdicos:

-Plasmodium vivax.

-Plasmodium ovale.

-Plasmodium malariae.

-Plasmodium falciparum.

Este es el ciclo de transmisión de la malaria:

El parásito se encuentra en el primer vector que es el mosquito.Ese mosquito pica a un humano, el humano pasa a ser hospedador inicial.Si el humano es mujer y está embarazada puede transmitir el parásito al feto a través de la placenta.La mujer al tener al parásito en su interior se produce una infección del hígado, esta infección pasa a ser una infección sanguínea hasta que un segundo mosquito pica a la mujer.
El segundo mosquito es el segundo vector, pica a otro humano y así sucesivamente.

Materiales necesarios:

-Papel de filtro.
-Una pipeta Pasteur de vidrio preferiblemente.
-2 portas.
-Tubo capilar heparinizado ,si la muestra es sangre capilar, o no heparinizado , si la muestra es sangre venosa anticoagulada.
-Guantes desechables.
-Cristalizador.
-Recipiente para contener la pipeta y el capilar para evitar manchar la superficie de trabajo.
-Puente de tinción.
-Frasco lavador.
-Gradilla.
-Tubo de ensayo.
-Microscopio óptico.

Reactivos:

-Metanol.
-Agua destilada.
-Disolución de colorante Giemsa al 3% en agua  destilada.

Muestra:

Sangre capilar o venosa anticoagulada con heparina o EDTA ( anticoagulantes ).

Objetivos de esta práctica:

-Aprender a realizar la preparación de gota gruesa para detectar el parásito que provoca el paludismo o malaria.

-Decir qué colorante se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa y cómo están los eritrocitos en la preparación de gota gruesa.

-Por último, decir con qué sustancia se fija la preparación de gota gruesa.

Desarrollo de esta práctica:

Para el estudio rutinario de muestras de sangre que puedan contener parásitos palúdicos, se hace una preparación en forma de extensión fina y otra de gota gruesa , las dos en el mismo porta.

La extensión fina: para observar a los eritrocitos infectados y a los parásitos que hay dentro de ellos ( en el caso de que la persona esté infectada ).

La gota gruesa: para observar el aspecto de los parásitos que puedan encontrarse, ya que los eritrocitos están lisados y los parásitos palúdicos suelen ser más abundantes y compactos que en la extensión fina.

Extensión fina y gota gruesa

Técnica:

1. Poner una gota de sangre en el centro del porta de soporte y realizar la extensión.

2. A la derecha de la extensión ,aproximadamente a 1cm, colocar tres gotas pequeñas de sangre. 
( Las tres gotas deben ocupar los vértices de un pequeño e imaginario triángulo equilátero cuya base está dirigida hacia la gota pequeña ).

3. Con una esquina del porta extensor , unir con movimientos circulares las 3 gotas de sangre que forman el triángulo ,hasta formar una capa gruesa y uniforme.( Se remueven para lograr la desfibrinación de la sangre )

4. Dejar secar la preparación con el porta en posición horizontal.

5. Fijar solamente la extensión fina, para ello hay que depositar 3 gotas de metanol sobre ella y dejar que actúe unos segundos.

6. La gota gruesa se deja secar durante 24 horas.

7. Cuando han pasado las 24 horas , ponemos el porta con la muestra en un puente de tinción encima de un cristalizador.

8. Con ayuda de una pipeta Pasteur, añadimos al porta que contiene la muesta , Giemsa al 3% y lo dejamos actuar durante 30-45 minutos.

9. Verter agua destilada del frasco lavador hasta que ya no salga más colorante al lavar.

10. Por último , dejar secar la preparación en posición vertical.

Lectura de resultados:

En nuestro caso la persona no presentaba paludismo.
En el caso de que la persona estuviese infectada , en la extensión fina, encontraríamos parásitos palúdicos, tanto en el interior de los eritrocitos como fuera de ellos.Por ejemplo:

-Puntos de Schüffner y de Maurer:

-Formas en anillo ( esquizontes anulares ):

-Formas ameboideas ( esquizontes ameboides ):

-Conglomerados de merozoitos ( esquizontes maduros ):

-Gametocitos libres en el plasma:

Resultados e interpretación:

-Al observar en el microscopio nuestra muestra no hemos detectado ninguna pista de que estuviese infestada, por lo tanto, el individuo no está infestado por plasmodium.

-El colorante que se utiliza para teñir la preparación de gota gruesa es Giemsa al 3%.

-Los hematíes en la preparación de gota gruesa se observan lisados y apelmazados y no se han teñido del todo bien, debido a que no dejamos que el colorante Giemsa al 3% actuase de 30-45 min.

-De la preparación de gota gruesa solo se fija la extensión fina con metanol.


Bibliografía:

-www.ferriz.com.mx

-www.euroclinix.es

-www.bioloparasitologia.com

-www.esmateria.com

Práctica: Realización de una extensión sanguínea.

Fecha: 7/11/2014

Descripción de la práctica:

Las extensiones sanguíneas se realizan para poder obtener una capa fina de células sanguíneas y observarlas al microscopio.
Se llevan a cabo poniendo una gota de sangre en un porta y deslizando con otro porta sobre la gota.

Materiales empleados:

- Papel de filtro.
- Guantes desechables y bata.
- Una lanceta ( si se realiza la extensión con sangre capilar, por ejemplo: de los dedos de la mano).
- Gasas.
- 2 portas limpios y sin grasa. El porta extensor (con el que se extiende la sangre) es mejor que sea esmerilado y biselado.

- Capilar no heparinizado ( no contiene heparina, un anticoagulante ) si la muestra es de sangre es venosa anticoagulada, o heparinizado ( contiene heparina ), si la muestra es de sangre capilar.
- En vez de utilizar un capilar heparinizado o no puedes emplear una pipeta Pasteur, preferiblemente de vidrio.
- Recipiente para contener la pipeta o el capilar para no manchar la mesa.
- Gradilla.
- Tubo de ensayo ( si utilizamos sangre venosa anticoagulada ).
- Un rotulador de vidrio.

Reactivos utilizados:
- Alcohol etílico.

Muestra específica:

Como he mencionado anteriormente se puede utilizar sangre venosa anticoagulada o sangre capilar, en mi caso, escogí utilizar sangre venosa anticoagulada porque me resulta más fácil hacer las extensiones con pipeta Pasteur de vidrio.

Sangre capilar

Sangre venosa

Forma de extraer sangre capilar:

Primero hay que escoger el tercer o cuarto dedo de una de las manos, desinfectar la zona con una gasa humedecida con algún desinfectante, por ejemplo: alcohol etílico. Cuando se ha evaporado el desinfectante hay que pinchar con la lanceta  firmemente una cara lateral de la yema del dedo y con un poco de gasa desechar la primera gota de sangre. Una vez desechada la primera gota se debe presionar el extremo del dedo, a nivel del lado opuesto al de la punción, hasta obtener la cantidad deseada de sangre.Por último hay que volver a desinfectar la zona.

Forma de obtener sangre venosa anticoagulada:

La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, ya que, cuando pasa este tiempo, se producen cambios en las células que se manifiestan al ser teñidas ( las células ), por ejemplo: alteraciones en su morfología.
Cuando se ha extraído la sangre venosa ha de ser anticoagulada con EDTA ( un anticoagulante ).
Para los frotis sanguíneos no debe utilizarse sangre anticoagulada con heparina ( otro anticoagulante ) , ya que agrega las células y produce un fondo azul en las extensiones de sangre teñidas con el colorante de Wright.

Diferencias entre la sangre capilar y la sangre venosa anticoagulada:

Hay que tener en cuenta que una de las diferencias más importantes entre una sangre y otra es que la capilar tiene más eritrocitos y leucocitos y menos plaquetas que la sangre venosa, esto se debe a que los leucocitos tienen un tiempo muy corto de vida y por eso en la capilar como es extraída en el momento los leucocitos pueden llegar a apreciarse, pero la venosa como se encuentra en bolsas y ha sido extraída hace días y además lleva anticoagulante ya no hay leucocitos.

Técnica para realizar extensiones sanguíneas:

1. Lo primero es sujetar con los dedos índice y pulgar de una mano el extremo del porta normal ( porta soporte ) y situarlo sobre la mesa.

2. A continuación con un capilar cargado de sangre mediante capilaridad o con una pipeta Pasteur cargada de sangre, depositamos una gota en la parte derecha del porta soporte a 2 cm del final del porta.

3. Con el extremo del porta extensor formando un ángulo de 45º con el porta soporte....

4.....desplazamos suavemente hacia atrás el porta extensor, hasta alcanzar la gota de sangre.

5. Dejar que la gota se extienda por capilaridad a lo largo del extremo del porta extensor que toca el porta soporte.

6. Antes de que la sangre alcance los bordes de ese extremo hay que deslizar el porta extensor hacia delante, con un movimiento uniforme, firme y a velocidad normal. ( El deslizamiento debe acabar aproximadamente a 1 cm del extremo final del porta soporte con un movimiento de ascensión del porta extensor )

7. Dejar secar la extensión.

8. Por último rotular el  porta soporte con el nombre del enfermo.




Método para mantener limpios los portas:

Los portas en las extensiones sanguíneas deben estar muy limpios y sin grasa de los dedos porque si no es así las extensiones no saldrán bien.

Las indicaciones para mantenerlos limpios son:

-Lavar los portas con agua y jabón líquido. ( También se puede usar alcohol o lejía )

-Aclarar los portas con abundante agua.

-Sumergir los portas en una solución de etanol-éter durante 1 h.

-Volver a aclarar los portas y dejarlos secar. ( Se pueden dejar secar en la estufa de desecación envueltos e papel de filtro).

-Por último cogerlos con cuidado de los bordes para evitar que se manchen otra vez.

Objetivos de la práctica:

-Uno de los principales objetivos  es aprender a hacer extensiones sanguíneas correctamente, sabiendo diferenciar las incorrectas de las correctas.

-Darnos cuenta de por qué las extensiones sanguíneas incorrectas están mal hechas y los errores comunes que se suelen cometer.

-Saber con que sustancia se anticoagula la sangre venosa cuando se pretende hacer una extensión y saber el tiempo máximo que puede pasar desde la extracción de la sangre hasta la realización del frotis o extensión sanguínea.

-Saber el ángulo que debe formar el porta extensor con el porta soporte.

Defectos comunes de una extensión sanguínea:

Extensión sanguínea correcta 

Esta extensión sanguínea es correcta porque se diferencian sus partes: la cola , el cuerpo y la cabeza.
La zona ideal de observación con un microscopio es la zona entre la cola y el cuerpo.

Resultados e interpretación:

Una vez que hemos aprendido a realizar extensiones sanguíneas correctamente y a diferenciar las erróneas y por qué lo son, vamos a dar respuesta a algunas preguntas que nos hemos formulado en el apartado de objetivos de la práctica.

La sangre venosa se anticoagula con una sustancia llamada EDTA, este anticoagulante evita que se formen los coágulos típicos de la sangre.

El tiempo que puede pasar la sangre como máximo desde su extracción hasta la realización del frotis varía dependiendo del tipo de sangre:
La sangre venosa tiene que haber sido extraída hace menos de 3 horas, porque se producen alteraciones en su morfología si pasa más tiempo.
La sangre capilar debe utilizarse al momento porque sino coagula, ya que, normalemente la sangre capilar se extrae con una lanceta y al ser poca sangre se coagula antes.

El ángulo que debe formar el porta extensor con el porta soporte es de aproximadamente 45º.

Errores cometidos:

A continuación voy a mostrar algunas extensiones que no me salieron bien y explicaré por qué no lo están.

Esta extensión tiene demasiada sangre, por eso se me ha quedado bastante sangre al final.

Esta otra tiene zonas sin sangre, esto quiere decir que el porta está sucio o tiene grasa de los dedos.

Esta es demasiado larga y muy fina, sucede porque le falta sangre.

Finalmente podemos decir que ninguna de estas extensiones es válida para ser observada al microscopio porque todas tienen algún defecto que hace que no puedan ser utilizadas.


Bibliografía:

-Libro de hematología.

-www.educa2madrid.org

-www.juntadeandalucia.es

-www.asvidida.org

-www.medicablogs.diariomedico.com

Práctica: Tinción supravital con azul de metileno.

Fecha: 6/11/2014

Introducción explicativa:

Para observar estructuras celulares al microscopio podemos utilizar dos formas diferentes de tinción: aquellas que se hacen con el tejido muerto y las que utilizan tejido o células vivas.

En cuanto a la tinción que utiliza tejido o células vivas podemos diferenciar las tinciones vitales, que consisten en introducir un colorante en la circulación de un organismo vivo y las tinciones supravitales, utilizan el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.

Con ambas tinciones lo que se pretende es destacar los distintos elementos de la célula viva y seguir los procesos vitales en el interior de ella.

Colorantes vitales más utilizados:

-Rojo neutro: tiñe esencialmente los gránulos citoplasmáticos.

Colorante rojo neutro

-Verde jano: tiñe mitocondrias y otros orgánulos celulares.

Colorante verde Jano

-Azul de metileno: tiñe núcleos y algunas estructuras celulares.

Colorante azul de metileno

Material general necesario:

-Frasco lavador.
-Tubos de hemólisis.
-Portaobjetos y cubreobjetos.
-Pipetas Pasteur.
-Parafilm.
-Microscopio óptico.
-Gradilla.

Material específico para realizar el colorante:

-Embudo de filtración o de llenado
-Vidrio de reloj
-Vasos de precipitado
-Varilla agitadora de vidrio
-Matraz aforado de 100 ml
-Frasco lavador con agua destilada.
-Cucharilla metálica

Reactivos utilizados para preparar el colorante:

-Azul de metileno : 0,5 g.          
-Oxalato potásico: 1,6 g.
-Agua destilada: 100 ml.

Muestra de nuestra práctica:

Nosotros utilizamos sangre venosa anticoagulada, pero también se puede utilizar sangre capilar fresca.

Objetivos de la realización de esta práctica:

-Estudiar las diferencias existentes  entre una tinción vital y una  tinción supravital.

-Aprender cuales son los colorantes vitales más utilizados.

-Decir los tipos de estructuras que tiñe especificamente el verde Jano.

-Mencionar las ventajas e inconvenientes  de una tinción supravital.

Procedimiento de la práctica:

Lo primero es preparar el colorante con los reactivos mencionados anteriormente y con la ayuda de los materiales también mencionados.

Para realizar el colorante hay que coger con una cucharilla 0,5 g de azul de metileno y depositarlos en un vidrio de reloj previamente tarado, después hay que hacer lo mismo con el oxalato potásico, pero esta vez son 1,6 g.

A continuación se depositan las dos sustancias en un vaso de precipitado con un poco de agua destilada del frasco lavador y se remueve con la varilla agitadora.

Cuando hemos disuelto las dos sustancias con el agua , con la ayuda de un embudo y de una varilla agitadora (para evitar salpicaduras) trasladamos la disolución a un matraz aforado de 100 ml y con el frasco lavador añadimos agua destilada hasta un poco antes de la línea de aforo, finalmente se termina de enrasar con la pipeta Pasteur, se tapa el matraz aforado con Parafilm y se remueve suavemente.


Una vez hecho el colorante , cogemos una  gota de sangre ya se capilar fresca o venosa anticoagulada (La nuestra era sangre venosa anticoagulada) con la pipeta Pasteur y la depositamos en el tubo de hemólisis, hacemos lo mismo con una gota del colorante que hemos realizado anteriormente.

Las gotas de ambas sustancias ( sangre y colorante ) deben ir en la misma proporción, es decir, si añadimos una gota de sangre hay que añadir una gota de colorante y si añadimos dos gotas de sangre hay que añadir dos gotas de colorante.

Removemos la sangre con el colorante en el tubo de hemólisis y lo tapamos con Parafilm dejando reposar durante 10 minutos.

Finalmente con una pipeta Pasteur aspiramos una gota del tubo de hemólisis, la depositamos en un portaobjetos y le ponemos un cubreobjetos para observar la muestra al microscopio con el objetivo de 40x.

Observaciones a destacar

El colorante utilizado ha sido el azul de metileno debido a que tiñe los núcleos celulares porque es de carácter básico.

Podíamos haber utilizado también otros colorantes siempre que fueran de carácter básico para que se pudiesen teñir los núcleos.

Resultados obtenidos ,interpretación y conclusión:

Al observar al microscopio vemos los núcleos celulares  teñidos de un color entre azul y violeta como pudimos observar en la práctica de la preparación de sangre en fresco cuando comparamos una muestra sin teñir con una muestra teñida.

En este caso volvemos a hacer esa misma comparación para darnos cuenta de que con la tinción se observan detalles que en la muestra sin teñir no se pueden observar, por ejemplo: los leucocitos.

    

Muestra de sangre teñida.

Muestra de sangre sin teñir.

Finalmente, vamos a dar respuesta a algunas preguntas que hemos formulado en el apartado de objetivos , de manera que será como una especie de resumen global de las partes más importantes de esta práctica.

Al principio de nuestra práctica hacíamos referencia a las tinciones vitales y supravitales. La diferencia entre ellas era que las vitales, consisten en la introducción de un colorante en la circulación de un organismo vivo y las supravitales , emplean el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo.
Los colorantes vitales más empleados en las tinciones son el rojo neutro,el verde Jano y el azul de metileno.
El verde Jano es un colorante que tiñe específicamente mitocondrias.

 Micrografía electrónica de una mitocondria teñida de verde Jano .

La ventaja de la tinción supravital es que emplea el colorante sobre células o tejidos vivos aislados del organismo y la desventaja es que no puedes introducir el colorante en la circulación de un organismo vivo como sucede en la tinción vital.


Bibliografía:

-www.scielo.cl

-www.inakiresa.wordpress.com

-www.wesapiens.org

-www.medic.ula.ve

Práctica: Preparación de sangre en fresco.

Fecha: 7/11/2014

Introducción:

Observar muestras al microscopio sin teñir tiene sus ventajas y sus inconvenientes.Uno de los inconvenientes es una mayor dificultad a la hora de observar al microscopio los distintos componentes ,en el caso de la sangre.Una de las ventajas es que evitamos los efectos secundarios de la tinción como pueden ser:
-La coagulación de proteínas o la solubilización de los hidratos de carbono y grasas.

Los materiales que necesitamos son los siguientes:

-Papel de filtro     -Gasas
-Lanceta              -Portaobjetos y cubreobjetos
-Alcohol              -Microscopio óptico.
             
Muestra específica:

Sangre capilar extraída del dedo anular de la mano izquierda con ayuda de una lanceta (antes de utilizarla hay que desinfectar bien la zona con alcohol y secar con una gasa) o sangre venosa anticoagulada.

La sangre utilizada debe ser fresca para intentar observar otros componentes de la sangre como los leucocitos o las plaquetas, ya que , utilizando sangre extraída anteriormente es menos probable encontrar estos componentes.

Fundamento de la práctica:

-Observar una muestra de sangre capilar sin teñir para diferenciar los distintos componentes.

-Decir qué tipo de colorante hemos empleado.

-Decir qué muestras podemos utilizar.

Procedimiento:

Lo primero que hay que hacer es desinfectar la zona de la que vamos a extraer la sangre, para ello utilizamos alcohol y secamos con gasas.Una vez desinfectada la zona procedemos a pinchar con la lanceta.La primera gota obtenida no se utiliza como muestra, pues la punción provoca que se rompan vasos sanguíneos y puede afectar a la hora de  identificar los componentes de la sangre.
La segunda gota de sangre la ponemos en un portaobjetos y la cubrimos con un cubreobjetos de forma que la sangre se extienda en una capa delgada.
El último paso es observar la muestra con el microscopio con el objetivo de 40x.

Resultados obtenidos con su interpretación


Al observar al microscopio esto es lo que hemos encontrado:

Al ver la imagen, solo observamos glóbulos rojos que sin teñir son de un color anaranjado ,sin movilidad como característica esencial.

-En esta práctica no hemos utilizado ningún tipo de colorante para que no interfiriese en la muestra.

-Las ventajas de no utilizar colorantes  es que evitamos los efectos secundarios de la tinción , los cuales he mencionado en el apartado de la introducción.

- En esta preparación de sangre en fresco podemos utilizar tanto sangre capilar anticoagulada como sangre venosa anticoagulada.

Comparación de la  muestra de sangre sin teñir con una teñida

Muestra de sangre sin teñir

Muestra de sangre teñida con azul de metileno

En la muestra teñida se pueden observar aparte de los eritrocitos los linfocitos (puntos más teñidos).

Bibliografía:

-www.wesapiens.org

-www.histologiavudea.blogspot.com

-www.midiariodeparasitologia.blogspot.com

Práctica : Estudio microscópico de la cristalización de la saliva.

Fecha: 7/11/2014

Introducción:

En el periodo preovulatorio debido a que la concentración de estrógenos en el organismo de la mujer aumenta, en su saliva podemos observar la formación de unos cristales con forma de helecho que van aumentando a medida que se acerca a la ovulación.La cristalización máxima de la saliva se produce justo antes de la ovulación.
En el periodo post-ovulatorio, debido a la alta concentración de progesterona en el plasma, los cristales van desapareciendo hasta hacerse casi inexistentes en la última semana del ciclo menstrual.

Esta práctica es muy sencilla, los materiales necesarios son:

-Dos portaobjetos.
-Un pañuelo de papel.
-Un microscopio óptico.
-Frasco lavador.
-Pipeta Pasteur.
-Duquesita para contener la saliva.

Muestra para estudio:

-Saliva.Antes de recoger la muestra es importante enjuagarse bien la boca para procurar que la saliva esté lo más limpia posible y no esté contaminada por ninguna otra sustancia.

Objetivos de la práctica:

-Observar al microscopio una muestra de saliva de una mujer en periodo preovulatorio y  observar si se produce la cristalización de la saliva debido al aumento de la concentración de estrógenos en el organismo de la mujer.

-Decir qué hormonas se encargan de la cristalización de la saliva.

-Observar la muestra de saliva y decir que aspecto tienen los cristales que se forman.

-Describir cómo es la cristalización de la saliva en un estado de fertilidad clara.

Desarrollo práctico:

Primero hay que limpiar bien el portaobjetos con alcohol y agua destilada (también es adecuado lavarlo con lejía), después hay que secar el portaobjetos con el pañuelo de papel.
La muestra de saliva se encuentra en un frasco de plástico, con una pipeta pasteur depositamos una gota de saliva en el portaobjetos y con el otro portaobjetos extendemos la gota. El siguiente paso es dejar secar la extensión y ya se puede observar la muestra(excepto con el objetivo de inmersión).

Resultados obtenidos:

Debido a que utilizamos dos muestras de saliva: una de una mujer en periodo preovulatorio y otra en periodo post-ovulatorio, pudimos observar las siguientes imágenes:

Mujer en periodo preovulatorio y mujer en periodo post-ovulatorio:

Valoración e interpretación de los resultados obtenidos

Según esta figura que representa los grados de cristalización de la saliva, podemos ir comparando los resultados que hemos obtenido.

Cristalización abundante / Cristalización mediana / Cristalización nula

-La primera imagen que hemos observado es comparable con la primera imagen de muestra que  representa cristalización abundante,debido a que se observan los cristales de la saliva con forma de hojas de helecho.
Nuestro segundo resultado es comparable con la tercera imagen de muestra que representa cristalización nula, debido a que no se observan apenas cristales.

-Las hormonas encargadas de que la saliva cristalice son los estrógenos y los cristales formados por la saliva de la mujer en periodo preovulatorio tienen forma de hojas de helecho.

-La saliva con cristalización abundante nos indica que la mujer que se encuentra en periodo preovulatorio está en situación de fertilidad, por el contrario, la saliva con cristalización nula nos indica que la mujer que se encuentra en periodo post-obligatorio está en situación de infertilidad.(Suele suceder durante la menstruación y en los días que la rodean)

Observaciones y propuestas de mejora

Podríamos haber observado al microscopio  la muestra de saliva de un hombre y así habernos dado cuenta de que en su saliva no existe cristalización.

También hubiera sido interesante comparar la muestra  de  saliva de la mujer en periodo post-ovulatorio con la muestra de saliva del hombre y así darnos cuenta de que realmente la mujer presentaba cristalización nula y no cristalización mediana.



Bibliografía:

-www.live-livescience.blogspot.com

-www.droscaralvarez.wordpress.com